Capture, marquage et prélèvement d’échantillons sur des animaux sauvages

2018 | L’environnement pratique Biodiversité

Capture, marquage et prélèvement d’échantillons sur des animaux sauvages Aide à l’exécution pour la surveillance des populations et le contrôle d’efficacité

2018 | L’environnement pratique Biodiversité

Capture, marquage et prélèvement d’échantillons sur des animaux sauvages Aide à l’exécution pour la surveillance des populations et le contrôle d’efficacité

Publiée par l’Office fédéral de l’environnement (OFEV) et l’Office fédéral de la sécurité alimentaire et des affaires vétérinaires (OSAV) Berne, 2018

Impressum Valeur juridique ornithologique suisse, Sempach ; Marie-Pierre Ryser, Centre pour La présente publication est une aide à l’exécution élaborée par la médecine des poissons et des animaux sauvages (FIWI), l’OFEV et l’OSAV en tant qu’autorités de surveillance. Destinée Berne ; Benedikt Schmidt, Centre suisse de coordination pour la en premier lieu aux autorités cantonales d’exécution, elle protection des amphibiens et reptiles de Suisse (karch), Neuchâconcrétise les exigences du droit fédéral de l’environnement tel ; Claudio Signer, Haute école des sciences appliquées de (notions juridiques indéterminées, portée et exercice du pouvoir Zurich (ZHAW), Wädenswil ; Armin Peter, fish consulting, Olten ; d’appréciation) et favorise ainsi une application uniforme de la Thomas Wahli, Centre pour la médecine des poissons et des législation. Si les autorités d’exécution en tiennent compte, elles animaux sauvages (FIWI), Berne ; Manuela von Arx, association peuvent partir du principe que leurs décisions seront conformes KORA, Berne ; Armin Zenker, Haute école spécialisée du au droit fédéral. D’autres solutions sont aussi licites pour autant nord-ouest de la Suisse (FHNW), Muttenz qu’elles expliquent clairement la nécessité d’une divergence avec la présente aide à l’exécution et qu’elles respectent les prescrip- Autres spécialistes impliqués, par groupes d’espèces tions en matière de protection des espèces et des animaux. Petits mammifères : Jürg-Paul Müller, Peter Wandeler ; chiroptères : Hubert Krättli, Manuel Ruedi ; castors : Christof Angst ; Éditeurs grands carnivores : Urs Breitenmoser, Andreas Ryser, Fridolin Office fédéral de l’environnement (OFEV) Zimmermann, Mirjam Pewsner ; autres carnivores : Fabio Bontadi- Office fédéral de la sécurité alimentaire et des affaires na, Sandra Gloor, Darius Weber, Irene Weinberger ; artiodactyles : vétérinaires (OSAV) Mark Struch, Christian Willisch ; oiseaux : Jan von Rönn ; reptiles : Sylvain Ursenbacher ; spécialiste couvrant tous les groupes Auteur et chef de projet d’espèces : Iris Marti. Thomas Gerner, section Faune sauvage et biodiversité en forêt, OFEV Référence bibliographique Gerner T. 2018 : Capture, marquage et prélèvement d’échantil- Groupe d’accompagnement à l’OFEV lons sur des animaux sauvages. Aide à l’exécution relative à la

Francis Cordillot, section Espèces et milieux naturels surveillance des populations et au contrôle d’efficacité. Office Daniel Hefti, section Milieux aquatiques fédéral de l’environnement, Berne. L’environnement pratique n° 1829 : 52 p. Groupe d’accompagnement à l’OSAV Heinrich Binder, chef du secteur Expérimentation animale Traduction Ingrid Kohler, secteur Expérimentation animale Service linguistique de l’OFEV

Groupe d’accompagnement au niveau des cantons Mise en page Mirjam Ballmer, Conférence des services de la faune, de la Cavelti AG, Marken. Digital und gedruckt, Gossau chasse et de la pêche ; Doris Bürgi Tschan, vétérinaire cantonale, canton de Soleure ; Jörg Gemsch, Conférence des délégués à la Photo de couverture protection de la nature et du paysage ; Regula Vogel, vétérinaire Libération d'une musaraigne musette après sa capture dans le cantonale, canton de Zurich cadre d'un suivi de petits mammifères. © Martina Reifler-Bächtiger Expert/es ayant collaboré à l’élaboration de la liste des méthodes Téléchargement au format PDF Elias Bader, Centre de Coordination est pour la protection des www.bafu.admin.ch/uv-1829-f chauves-souris (KOF), Zurich ; Thomas Briner, Naturmuseum (il n'est pas possible de commander une version imprimée) Solothurn ; Claude Fischer, Haute école du paysage, d'ingénierie et d'architecture de Genève (hepia) ; Nicole Imesch, Société suisse Cette publication est également disponible en allemand et en de biologie de la faune (SSBF), Zurich ; Lukas Jenni, Station italien. La langue originale est l’allemand. © OFEV 2018

1 Mandat et champ d’application

1.1 Contexte manière de traiter les animaux sauvages vivant dans la

nature lors des interventions de capture, de marquage et Les mesures de protection des espèces et de gestion de de prélèvement réalisées dans le cadre de projets de surla faune sauvage ont pour but premier de conserver, de veillance des populations et pour des contrôles d’efficavaloriser ou de réguler les espèces animales dans leur cité, ce traitement devant être responsable et conforme environnement naturel. Pour collecter les informations aux règles de la protection des animaux. et les connaissances utiles à la réalisation de ce but, il est nécessaire de capturer et d’identifier régulièrement Le présent document doit être considéré comme une des animaux sauvages. La capture et le marquage des aide à l’évaluation dans le cadre des autorisations que animaux sauvages jouent notamment un rôle déter- délivrent l’OFEV et les services cantonaux désignés minant dans le travail de protection de la nature (p. ex. compétents par la législation en vigueur. La liste des baguage des oiseaux, suivi des espèces prioritaires au méthodes reconnues sert de référence pour les quesniveau national), dans la valorisation des espèces pro- tions de protection des animaux dont il faut tenir compte tégées (p. ex. batraciens) et dans la gestion cantonale lors de l’emploi de méthodes de terrain ; elle répond aux des ongulés (p. ex. marquage des cerfs élaphes). Parce questions suivantes : qu’il est particulièrement important que les méthodes employées pour la capture, l’immobilisation et le mar- • Quels sont les principes éthiques à appliquer ? quage des animaux sauvages vivant dans la nature ainsi • Quelles sont les méthodes à employer compte tenu de que pour les prélèvements d’échantillons soient parfai- l’état actuel des connaissances ? tement appropriées, celles décrites dans la présente • Quelles sont les exigences relatives à l’emploi de ces aide à l’exécution sont des méthodes reconnues dans le méthodes ? domaine de la biologie de la faune sauvage et fondées sur les connaissances les plus actuelles. La liste des Cette aide à l’exécution englobe des animaux sauvages méthodes reconnues, qui figure en annexe, doit notam- provenant de divers groupes d’espèces, qui sont, parment être actualisée de manière périodique. tant, très différents les uns des autres du point de vue anatomique et physiologique. Il est important de tenir compte de ces différences dans le cadre de l’évaluation

1.2 Champ d’application et définition de des demandes. L’objectif est une approche de la faune

l’objectif sauvage par des personnes spécialisées et conscientes de leurs responsabilités, qui veillent à ne pas causer aux La présente aide à l’exécution se base, d’une part, sur animaux des douleurs, des maux, des angoisses ou des l’art. 2, al. 2ter, de l’ordonnance du 29 février 1988 sur la dommages injustifiés et à ne pas porter atteinte à leur chasse (OChP ; RS 922.01), selon lequel l’Office fédéral de dignité. l’environnement (OFEV) peut édicter des directives pour l’utilisation de moyens et de méthodes et, d’autre part, sur La présente aide à l’exécution est en adéquation avec la l’art. 11, al. 2, de l’ordonnance du 24 novembre 1993 rela- fiche technique relative à l’expérimentation animale intitive à la loi fédérale sur la pêche (OLFP ; RS 923.01), selon tulée « Informations techniques expérimentation animale. lequel l’OFEV publie, d’entente avec l’Office fédéral de la Autorisation de pratiquer des expériences sur animaux sécurité alimentaire et des affaires vétérinaires (OSAV), pour procéder à des examens, des recensements et des des directives relatives aux méthodes de marquage qui projets de recherche concernant les animaux vivant à ne sont pas soumises au régime de l’autorisation selon l’état sauvage 4.03 ». l’art. 18 de la loi fédérale du 16 décembre 2005 sur la protection des animaux (LPA ; RS 455). Elle concerne la

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2 Bases légales

2.1 Législation sur la protection des animaux de traiter les oiseaux, les carnivores, les artiodactyles

et les lagomorphes, ainsi que le castor, la marmotte et La LPA s’applique aux vertébrés. L’ordonnance du 23 avril l’écureuil (en définissant notamment les espèces pouvant 2008 sur la protection des animaux (OPAn ; RS 455.1) être chassées, les périodes de protection et les moyens étend le champ d’application de la loi aux céphalopodes et engins de chasse dont l’usage est prohibé). Les autres et aux décapodes marcheurs (art. 1 OPAn). L’exécution espèces de mammifères relèvent de la législation sur la de la LPA est transférée aux services cantonaux spé- protection de la nature et du paysage. cialisés dans la protection des animaux, qui sont placés sous la responsabilité du ou de la vétérinaire cantonal/e Afin de soutenir la recherche scientifique et le recense- (art. 33 LPA). ment des populations, l’OFEV peut déroger aux dispositions de la LChP concernant les animaux protégés ; les En 2008, la LPA révisée a inscrit dans la loi la protection dérogations qui ont trait aux animaux pouvant être chasde la dignité animale (art. 3, let. a, LPA) et admis l’atteinte sés sont quant à elles du ressort des cantons (art. 14, à la dignité animale comme un mauvais traitement puni al. 3, LChP). L’OChP précise par ailleurs que l’OFEV peut d’une peine (art. 26 LPA). Il y a atteinte à la dignité d’un autoriser, à des fins de recherches scientifiques et de animal lorsque la contrainte qui lui est imposée ne peut marquage, le recours à des moyens et engins de chasse pas être mise en balance avec d’autres intérêts dignes dont l’usage est prohibé (art. 3, al. 3, OChP). de protection, autrement dit lorsqu’elle ne peut pas être justifiée. Il y a contrainte lorsque des douleurs, des maux L’art. 13 OChP détaille les conditions d’autorisation rela- ou des dommages sont causés à l’animal, lorsqu’il est tives au marquage des animaux sauvages, aux méthodes mis dans un état d’anxiété ou avili, lorsqu’il est instru- employées à cette fin et aux annonces requises dans ce mentalisé de manière excessive ou encore lorsqu’on lui domaine. L’OFEV désigne les organes qui coordonnent fait subir des interventions modifiant profondément son les campagnes de marquage. Tous les animaux marqués phénotype ou ses capacités (art. 3, let. a, LPA). Personne et relâchés doivent être annoncés aux organes de coorne doit, de façon injustifiée, causer à des animaux des dination.

douleurs, des maux ou des dommages, les mettre dans un état d’anxiété ou porter atteinte à leur dignité d’une autre manière (art. 4, al. 2, LPA). Les interventions causant des 2.3 Législation sur la pêche douleurs aux animaux sont particulièrement réglementées (art. 16 LPA et art. 15 OPAn), de même que l’utili- La loi fédérale du 21 juin 1991 sur la pêche (LFSP ; sation de substances permettant la capture d’animaux RS 923.0) a notamment pour but de préserver ou d’acsauvages (art. 88 OPAn) (lire aussi les points 5.2 et 5.3). croître la diversité naturelle et l’abondance des espèces indigènes de poissons et d’écrevisses ainsi que de protéger, d’améliorer ou, si possible, de reconstituer leurs bio-

2.2 Législation sur la chasse topes (art. 1, al. 1, let. a, LFSP) et de protéger les espèces

et les races de poissons et d’écrevisses menacées (art. 1, La loi du 20 juin 1986 sur la chasse et la protection des al. 1, let. b, LFSP). Elle règle la protection et l’utilisation mammifères et oiseaux sauvages (LChP ; RS 922.0) vise des poissons et des écrevisses (en fixant notamment la notamment la conservation de la diversité des espèces et durée des périodes de protection et la longueur minimale celle des biotopes des mammifères et oiseaux indigènes des poissons et des écrevisses qui peuvent être capturés) et migrateurs vivant à l’état sauvage (art. 1, al. 1, let. a, ainsi que la protection de leurs biotopes. LChP) ainsi que la préservation des espèces animales menacées (art. 1, al. 1, let. b, LChP). Elle règle la manière

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Les cantons effectuent des relevés relatifs à la com- à l’endroit prévu et correspondent à un intérêt préponposition des cheptels de poissons et d’écrevisses et en dérant (art. 20, al. 3, OPN). En vertu de l’art. 27, al. 2, communiquent les résultats à l’OFEV chaque année en let. a, OPN, les autorités cantonales sont tenues d’invertu des art. 11 LFSP et art. 10 de l’OLFP. Conformé- former l’OFEV des exceptions relatives aux dispositions ment à l’art. 3 OLFP, les cantons peuvent exécuter ou de la protection des espèces qu’elles autorisent pour la faire exécuter des captures particulières, notamment recherche et à des fins connexes. pour la pêche avant des interventions techniques dans les eaux, la lutte contre les maladies, la récolte du frai, la pêche dans les ruisseaux d’élevage ou l’établissement de relevés piscicoles. L’art. 11 OLFP précise que les cantons doivent communiquer à l’OFEV diverses informations avant d’effectuer des marquages de poissons ou d’écrevisses destinés à des relevés piscicoles, notamment le but du marquage, le type de marquage, le nombre d’animaux à marquer et le mode d’exploitation des données. Les appareils de pêche électriques ne doivent être utilisés qu'avec du courant continu, dont l'ondulation résiduelle par rapport à la tension arithmétique moyenne (ripple) ne dépasse pas le seuil de 10 % (art. 11, al. 3, OLFP).

2.4 Législation sur la protection de la nature

et du paysage

La loi fédérale du 1er juillet 1966 sur la protection de la nature et du paysage (LPN ; RS 451) a notamment pour but de protéger la faune et la flore indigènes (art. 1, let. d, LPN). L’ordonnance sur la protection de la nature et du paysage (OPN ; RS 451.1) précise que la diversité biologique doit faire l’objet d’une surveillance (art. 27a OPN). Sont concernées par la législation sur la protection de la nature et du paysage toutes les espèces animales qui ne relèvent ni de la LChP, ni de la LFSP. En application de l’annexe 3 OPN, les vertébrés à protéger sont tous les batraciens, tous les reptiles, toutes les chauves-souris et quelques insectivores et rongeurs. D’autres espèces à protéger au niveau cantonal sont citées à l’annexe 4 OPN (p. ex. le hérisson, la musaraigne et le loir).

L’autorité cantonale compétente peut, à des fins scientifiques, pédagogiques ou thérapeutiques et sur des territoires déterminés, autoriser des exceptions pour la capture d’animaux protégés (art. 22 LPN). Elle peut également accorder des autorisations de capture pour des mesures qui servent à maintenir la diversité biologique ou pour des atteintes d’ordre technique qui s’imposent

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3 Les trois piliers d’une approche respectueuse de la protection des animaux

La capture et la manipulation d’animaux sauvages consti- La documentation d’une intervention est précieuse en ce tuent des interventions complexes en raison notamment qu’elle permet d’évaluer l’efficacité du travail réalisé et des facteurs environnementaux difficilement contrôlables fournit des indications sur de possibles améliorations. (contrairement aux expériences menées sur des animaux en captivité). À cette complexité s’ajoute le fait que les La capture, le marquage ou le prélèvement de sang ou de animaux sauvages sont très craintifs à l’égard de l’homme. tissu peut également avoir des effets délétères différés De telles interventions doivent donc être justifiées et sur les chances de survie ou de reproduction de l’aniaccompagnées de multiples précautions garantissant le mal. Il convient par ailleurs de prendre en considération bien-être des animaux concernés. Toute intervention (de la structure sociale et le comportement de l’espèce étucapture ou autre) sur un animal sauvage doit veiller, en diée, par exemple la dépendance des juvéniles aux soins priorité, à ce que celui-ci soit traité avec respect et ne maternels. Intervenir dans un nid d’oiseau peut ainsi avoir subisse aucun stress inutile. Les douleurs, les dommages, un impact négatif sur la couvée. les maux et les angoisses doivent lui être évités dans toute la mesure du possible. Si la prudence est de mise, c’est Tous ces éléments font que le contact avec les animaux également pour garantir la bonne exécution des projets sauvages pose des exigences particulières. Pour que de gestion des espèces qui visent à observer le compor- la faune sauvage soit traitée avec ménagement et de tement naturel des animaux vivant en liberté. Car seule manière responsable, il convient d’appliquer des princette prudence peut assurer que les animaux ne seront cipes éthiques, d’employer des méthodes reconnues pas dérangés dans leur comportement naturel et que les ayant fait leurs preuves et de garantir la formation initiale données collectées seront donc fiables. La responsabilité et continue des intervenants. Les services spécialisés des intervenants comprend la planification de l’interven- (mandants) et les mandataires assument la responsabition, le contact direct avec l’animal, la consignation des lité d’une réalisation de projet conforme aux règles de la

données (procès-verbal) et l’établissement du rapport. protection des animaux.

Figure 1 Les trois piliers d’une approche responsable de la faune sauvage et conforme aux règles de la protection des animaux

Approche responsable

Principes éthiques Méthodes reconnues Formation initiale et continue

1 2 3

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4 Principes éthiques et autres principes

applicables à la planification, à l’exécution et à l’évaluation de projets La législation sur la protection des animaux comporte (p. ex. individus d’une autre espèce) ? Quelles sont les plusieurs dispositions concernant le traitement de ces complications possibles et comment y faire face ? derniers. La capture et la manipulation d’animaux doivent • Les autorisations nécessaires doivent être demandées être planifiées et exécutées de manière à imposer le et obtenues avant la phase d’exécution. moins de contraintes possible aux individus concer- • Un responsable doit être désigné pour chaque projet. nés (art. 3, let. a, LPA). Les principes concrets suivants Les intervenants doivent avoir reçu la formation requise doivent être observés en matière de planification, d’exé- et disposer de l’expérience nécessaire. cution et d’évaluation de projets. Choix de la méthode Planification • Il convient de privilégier les méthodes qui permettent

• Le bénéfice à attendre d’une recherche doit être soi- d’obtenir des réponses aux questions posées sans gneusement mis en balance avec ses possibles effets manipuler aucun animal. Les services compétents délétères sur les animaux manipulés. visés à l’annexe 8.2 fournissent des informations sur

• Le plus petit nombre d’animaux utiles à l’obtention de les alternatives à la capture, au marquage et au prélèrésultats probants doit être évalué dès le début du pro- vement d’échantillons. jet. Ce calcul initial réduit le nombre d’animaux utilisés. • Reconnues pour avoir fait leurs preuves dans le domaine

• La priorité doit être donnée au bien-être des animaux de la biologie de la faune sauvage, les méthodes préà capturer ainsi qu’à la sécurité de l’équipe en charge sentées à l’annexe 8.1 sont celles qu’il convient d’emdes captures (p. ex. sur les terrains accidentés). Les ployer pour la capture, l’immobilisation, le marquage et facteurs pouvant faire la différence entre la réussite et le prélèvement d’échantillons. l’échec du projet doivent être étudiés avec précision. • Lorsque deux méthodes se valent, il faut toujours choi-

• Les conditions dans lesquelles le bien-être des ani- sir celle dont on sait, par expérience, qu’elle fait subir maux et la sécurité des équipes ne sont plus garan- le moins de contraintes aux animaux dans les circonstis (p. ex. intempéries, températures extrêmes, danger tances données.

d’avalanche) doivent être discutées à l’avance et défi- • À propriétés égales, il faut privilégier les méthodes de nies si besoin comme des critères d’arrêt. capture sélective afin d’éviter les prises involontaires

• L’emploi des méthodes présentées en annexe a permis (p. ex. individus d’une autre espèce ou juvéniles de l’esd’acquérir de multiples expériences. Avant de recourir pèce cible). à l’une de ces méthodes, il est recommandé de consul- • Des précautions spéciales doivent être prises en cas ter d’autres personnes l’ayant déjà expérimentée. d’intervention chirurgicale (douleurs et risque d’infec-

• Des conditions-cadres doivent être fixées pour le tion) et pour les méthodes présentant un risque accru cas d’application concrètement choisi. Elles doivent de blessure. notamment répondre aux questions suivantes : combien de temps l’animal va-t-il rester dans le piège ? Comment sera surveillé le piège (p. ex. émetteur, caméra) et à quelle fréquence sera-t-il relevé ? Quels individus peut-on capturer (p. ex. femelles gestantes, limite de poids) ? Que faire des animaux capturés par erreur

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Exécution

• Les animaux manipulés doivent toujours être remis en liberté le plus vite possible.

• Les animaux capturés doivent faire l’objet d’une étroite surveillance basée sur des indicateurs éthologiques et/ ou physiologiques.

• La tentative de capture doit être interrompue si elle augmente le risque de blessure ou d’accident pour l’animal ou pour l’homme de manière excessive.

• Les précautions nécessaires doivent être prises pour permettre au besoin la mise à mort d’urgence d’un animal. Les indications en faveur d’une mise à mort d’urgence sont l’existence de blessures graves, la perspective de douleurs ou de maux graves ou durables et la probabilité élevée que l’animal meurt avant d’avoir recouvré un bon état de santé général.

• Les effets négatifs sur les milieux naturels, en particulier la destruction de nids, de terriers ou de frayères, doivent être évités.

• Des mesures appropriées doivent être prises en matière de biosécurité afin d’éviter tout risque de transmission de maladies (aphanomycose, p. ex.) ou de néozoaires (gobies de la mer Noire, p. ex.).

Procès-verbal et rapport

• La documentation des interventions est utile pour évaluer l’efficacité du travail réalisé et pour améliorer constamment les méthodes de manière à réduire le stress ou d’autres contraintes.

• Afin de pouvoir améliorer ultérieurement les méthodes employées, il est important d’établir et de documenter, le cas échéant, la cause de la mort d’un animal (p. ex. par le biais d’un examen pathologique).

• Outre le rapport à transmettre obligatoirement à l’autorité qui a autorisé le projet, les expériences tant positives que négatives doivent être échangées avec d’autres spécialistes (p. ex. résultats non significatifs, difficultés liées à l’utilisation de la méthode, cas de mortalité, etc.).

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5 Méthodes reconnues

L’observation et l’étude des animaux sauvages dans leur le vétérinaire juge que l’anesthésie n’est pas indiquée ou habitat constituent une tâche ardue. Les nombreuses qu’elle n’est pas réalisable pour des raisons médicales méthodes développées au fil des années se répartissent (art. 15, al. 1, OPAn). globalement en deux catégories : les méthodes sans manipulation animale (p. ex. analyse des excréments pour des recherches génétiques, poursuite de traces, 5.3 Administration de substances narcotiques méthodes photographiques) et les méthodes avec capture et manipulation (p. ex. pose d’un émetteur, prélève- L’administration de substances à effet narcotique est ment d’échantillons de tissu). toujours une contrainte pour l’organisme ; elle provoque une situation de stress (manipulation d’un animal sauvage) qui rend le dosage difficile et peut conduire à la

5.1 Contenu de la liste en annexe mort de l’animal. Elle requiert des qualifications particulières (pharmacologie) et pose des exigences spéciales

La présente aide à l’exécution se limite à des méthodes au niveau de l’exécution (surveillance de la narcose). En de gestion des espèces reconnues scientifiquement dont conséquence, les avantages et les inconvénients d’une l’emploi inclut la manipulation d’animaux sauvages. Les narcose doivent toujours être pesés minutieusement et méthodes de capture, d’immobilisation, de marquage comparés avec d’autres méthodes d’immobilisation. et de prélèvement répertoriées à l’annexe 8.1 sont des méthodes éprouvées qui correspondent à l’état actuel L’administration de substances à effet narcotique est des connaissances et du développement technologique. strictement réglementée par les législations sur les pro- La liste fournit les informations suivantes : duits thérapeutiques, sur la protection des animaux et sur la chasse. Les substances permettant la capture

• méthodes de capture, d’immobilisation, de marquage d’animaux sauvages doivent être utilisées conformément et de prélèvement classées par groupes d’espèces ; aux instructions émises par le vétérinaire (art. 88, al. 1,

• brève description des méthodes ; OPAn). Le vétérinaire doit apposer une étiquette supplé-

• exigences ou précautions particulières ; mentaire sur les médicaments vétérinaires qu’il prescrit

• indications bibliographiques relatives aux modes opé- et établir, pour ces médicaments, des instructions d’utiratoires standardisés détaillés (standard operating lisation (art. 4 et 5 de l’ordonnance du 18 août 2004 sur procedures, SOP). les médicaments vétérinaires; RS 812.212.27). L’utilisation et la prescription de médicaments vétérinaires sont des actes à consigner. Il existe des règles particulière-

5.2 Interventions causant des douleurs ment strictes pour l’utilisation de stupéfiants2 au sens de

la législation sur les produits thérapeutiques. Seuls les Les interventions causant des douleurs ne peuvent être vétérinaires sont habilités à en prescrire (art. 24, al. 1, pratiquées que sous anesthésie générale ou locale par let. b, de la loi du 15 décembre 2000 sur les produits une personne compétente1 (art. 16 LPA). Les dérogations thérapeutiques; RS 812.21). à l’obligation d’anesthésier sont prévues à l’art. 15, al. 2, OPAn ; elles incluent le marquage d’animaux sans anes- Le recours à des techniques d’immobilisation requiert des thésie préalable par une personne compétente, excepté compétences expertes, notamment des connaissances le marquage des poissons. Pour d’autres interventions, il est possible de déroger à l’obligation d’anesthésier si 2 Les substances utilisées en Suisse à des fins d’immobilisation chimique ne sont pas répertoriées en tant que stupéfiants dans l’ordonnance du DFI sur

1 Par personne compétente, on entend toute personne qui a acquis, sous la les tableaux des stupéfiants, des substances psychotropes, des précurseurs

direction et la surveillance d’un professionnel, les connaissances théo- et des adjuvants chimiques (OTStup-DFI ; RS 812.121.11). La plupart sont riques et l’expérience nécessaires pour pratiquer une intervention et qui considérées comme des médicaments vétérinaires soumis à ordonnance, l’effectue régulièrement (art. 15, al. 3, OPAn). appartenant aux catégories de remise A et B.

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appropriées sur la balistique des projectiles d’injection, le comportement spécifique des animaux au cours de leur immobilisation, les zones d’injection, les effets et les dangers des médicaments utilisés et les mesures requises pour prendre soin de l’animal immobilisé ou en cas d’incident. Les animaux sous narcose subissent une variation de leurs conditions physiologiques, dont il faut tenir compte (p. ex. paupières ouvertes, moindre motricité de la panse, limitation de la thermorégulation). L’équipement comprend, outre le matériel de soin ordinairement requis pour un animal anesthésié, le matériel permettant de réagir en cas d’incident. La surveillance de la narcose et sa documentation revêtent une importance particulière.

Le choix du narcotique, de l’antidote et du sédatif, ainsi que leur mode d’administration, se fait par le vétérinaire en tenant compte des dernières évolutions de la recherche. À propriétés égales, les narcotiques dont l’action peut être contrée par un antidote doivent être préférés aux narcotiques non réversibles. Parce que les groupes d’espèces et les espèces réagissent très différemment les uns des autres, les méthodes possibles sont certes répertoriées dans le présent document, mais sans aucune indication précise de dosage ou autre indication détaillée. Pour obtenir de telles indications, il est possible de consulter les ouvrages spécialisés cités en annexe ou de contacter les services compétents répertoriés en annexe également.

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6 Formation initiale et continue

Afin de traiter les animaux avec ménagement, les spécialistes qui les manipulent ou pratiquent sur eux des interventions doivent disposer de connaissances approfondies sur leurs besoins et leurs particularités biologiques, acquises dans le cadre d’une formation initiale et continue. Les animaux sauvages se divisent en plusieurs groupes d’espèces, qui diffèrent les uns des autres sous de nombreux aspects (taille, besoins environnementaux, comportement de fuite, etc.). Il est donc important de suivre des cours en rapport avec le groupe d’espèces à manipuler.

Les personnes chargées de l’exécution des projets de gestion (les intervenants) doivent pouvoir attester qu’elles disposent de connaissances spécialisées sur la biologie des animaux manipulés, sur les exigences légales en vigueur et sur les règles de protection des animaux à respecter lors de la mise en œuvre de mesures de gestion. Les connaissances requises s’acquièrent dans les cours de formation proposés par les organisations spécialisées dans les différents groupes d’espèces. Les exigences en matière de formation initiale et continue varient selon que la personne impliquée dans le projet de gestion appartient à l’une ou l’autre de ces trois catégories : responsable de projet, intervenant, assistant. Outre la formation, l’expérience pratique revêt une importance particulière dans le sens où les contraintes imposées aux animaux dépendent essentiellement de la minutie et de l’expérience des intervenants.

Conformément à la législation sur la protection des animaux (art. 16 LPA et art. 15 OPAn), les interventions causant des douleurs ne peuvent être pratiquées que par des personnes compétentes. Par personne compétente, on entend toute personne qui a acquis sous la direction et la surveillance d’un professionnel les connaissances théoriques et l’expérience nécessaires pour pratiquer une intervention et qui l’effectue régulièrement (art. 15, al. 3, OPAn).

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7 Autorisation et contrôle

Les autorisations de capture, de marquage et de prélèvement d’échantillons sur des animaux sauvages doivent tenir compte des dispositions de la législation correspondante (cf. chap. 2). Eu égard aux différentes procédures d’autorisation, il est recommandé de prendre contact à temps avec les services cantonaux compétents pour les groupes d’espèces en question. Tous les projets doivent être accessibles à des fins de contrôle. Les personnes responsables des captures, des marquages et des prélèvements d’échantillons font rapport de leurs activités à l’autorité compétente, selon les termes prescrits par la législation applicable (cf. chap. 2). Les autorités cantonales compétentes transmettent les rapports aux offices fédéraux compétents dans le cadre de la législation en vigueur. L’OFEV et l’OSAV échangent chaque année leurs bases de données sur le marquage des animaux sauvages.

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8 Annexe

8.1 Liste des méthodes reconnues3

Mammifères Rongeurs (Rodentia) et insectivores (Insectivora)

N° Méthode Descriptif Exigences/précautions Bibliographie Capture MR-01 Piège à fosse Pour les insectivores et les arvicolinés : • Relever le piège 4 fois par jour au Barnett & Dutton 1995 enterrer dans le sol un pot ouvert sur sa minimum. partie supérieure, dans lequel des • Déposer dans le piège suffisamment de animaux peuvent tomber par inattention. nourriture et de matériel pouvant servir de cachette. • Protéger le piège contre l’ensoleillement direct et les précipitations.

MR-02 Cage-piège Les petits mammifères sont attirés dans • Relever le piège 2 fois par jour au Barnett & Dutton une cage-piège au moyen d’un appât minimum. 1995 ; (type de piège le plus couramment • Déposer dans le piège suffisamment de CSCF 2012 ; utilisé : piège métallique Longworth avec nourriture (grains, viande), de liquide García-Navas et al. tunnel d’entrée). La capture n’est pas (pomme, coton imbibé d’eau) et de 2015 sélective. matériel de nidification (foin, paille). • Protéger le piège contre l’ensoleillement direct et les précipitations. MR-03 Capture à la Pour le hérisson : attraper délicatement • Relâcher l’animal le plus vite possible Frei et al. 2017 main l’animal à mains nues ou avec des gants ; ou le confiner rapidement dans un n’utiliser aucun autre accessoire. endroit approprié, seul dans une boîte (surface au sol d’au moins 1 m2).

MR-04 Cage-piège Pour le castor : installer une cage-piège • Relever le piège 2 fois par jour au Schwab 2014 ; avec deux entrées et une palette de minimum (le matin, au plus tard 1 h Campbell-Palmer & déclenchement au milieu. après le lever du soleil, et le soir). Rosell 2013 • Intensifier les contrôles en hiver quand les températures sont basses.

Immobilisation MR-05 Immobilisation Transférer le petit mammifère (insec- • Placer la main de manière à envelopper Wirthner-Bitterlin et mécanique tivore et rongeur) de la cage-piège à un la tête de l’animal et à couvrir ses yeux. al. 2016 grand sac en plastique transparent. Un Il est également possible de le saisir au gant rigide permet d’attraper l’animal de niveau de la nuque. manière délicate. • Immobiliser l’animal peu de temps.

MR-06 Narcose Immobilisation de petits mammifères • Surveiller le comportement de l’animal à García-Navas et al. (insectivores et rongeurs) par l’applica- travers le sac en plastique transparent. 2015 ; tion d’un tampon de coton imbibé d’un • Méthode à utiliser uniquement pour Sikes et al. 2016. anesthésique (éther diéthylique, poser une puce ou prélever des halothane, isoflurane, p. ex.). échantillons sur un animal dont l’immobilisation mécanique est difficile. • Utiliser de faibles dosages afin que les animaux récupèrent rapidement.

3 Les lettres des numéros de méthodes correspondent aux deux premières lettres des classes correspondantes en latin (ex. RE pour Reptilia). Une exception toutefois pour les mammifères où les deux lettres sont une combinaison de la première lettre de la classe et de la première lettre de l’ordre (ex. MR pour Mammalia/ Rodentia).

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N° Méthode Descriptif Exigences/précautions Bibliographie Marquage MR-07 Marque Une petite marque d’identification • Utiliser un type de marque adapté à Cadieux et al. 2015 ; auriculaire individuelle (en acier inoxydable ou en l’espèce cible, ainsi que des outils Campbell-Palmer & plastique) est appliquée sur l’oreille du prévus à cet effet. Rosell 2013 ; petit mammifère à l’aide d’une pince • Appliquer la marque le plus près Schroeder 2015 prévue à cet effet. possible du centre de l’oreille, pour éviter qu’elle s’arrache. • Ne toucher ni les vaisseaux sanguins principaux, ni les structures cartilagineuses principales.

MR-08 Coupe du pelage Le fait de couper les jarres en dessinant Barnett & Dutton 1995 des motifs particuliers permet d’identifier un petit nombre d’individus.

MR-09 Puce Une puce électronique est implantée en • Choisir la taille, la forme et le mode Cadieux, Fauteux et électronique sous-cutané à l’aide d’un applicateur. d’application de la puce de manière à Gauthier 2015 ; L’implantation se fait au niveau de la réduire au minimum ses éventuels Campbell-Palmer & nuque chez les petits mammifères effets négatifs sur l’animal. Rosell 2013 (insectivores et rongeurs) et dans la • Se servir de canules à usage unique. région de l’épaule ou de la poitrine (de préférence du côté gauche) chez les castors. MR-10 Émetteur Les petits émetteurs sont généralement • Le poids de l’émetteur ne doit pas Wildlife Radio­telemetry fixés sur un collier. dépasser 10 % du poids de l’animal. (1998) Ils émettent activement ou passivement • Le collier doit être suffisamment lâche un signal qui peut être localisé par des pour ne pas entraver la liberté de antennes de réception fixes ou mobiles. mouvement de l’animal et suffisamment serré pour que l’animal ne reste pas accroché quelque part.

Prélèvement d’échantillons MR-11 Échantillon de De petites touffes de poils sont • Les petits mammifères doivent être Wirthner-Bitterlin et poils arrachées à l’aide d’une pincette stérile immobilisés mécaniquement avec al. 2016 (idéalement à la base de la queue). précaution. La quantité d’ADN contenue dans la • Les racines viennent plus facilement si racine d’un poil est de l’ordre de <0,2 µg. on prélève peu de poils à la fois.

MR-12 Échantillon de Un échantillon de tissu (Ø 2-5 mm) est • Nécessite généralement une immobili- Department of Parks tissu prélevé sur le bord de l’oreille à l’aide sation mécanique. and Wildlife, Western d’une pince à marquer ou à perforer • Convient seulement pour les individus Australia 2015 ; stérilisée. Méthode éprouvée pour adultes (pesant au minimum 75 % du García-Navas et al. obtenir davantage de matériel génétique poids moyen d’un adulte). 2015 à analyser (p. ex. identification d’indivi- • Convient seulement pour les individus dus) (quantité d’ADN prélevée : entre 0,5 avec une taille d’oreille suffisante (p. ex. et 2 µg). espèces du genre Apodemus).

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Chiroptères (Chiroptera)

N° Méthode Descriptif Exigences/précautions Bibliographie Capture MC-01 Filet Les filets verticaux (filets japonais ou en • Les voiles doivent être surveillés en Bader et al. 2017 (vertical/voile) cheveux de poupée) sont des filets continu, les animaux capturés, sortis tendus entre deux perches. Les voiles des mailles immédiatement et les filets (filets japonais ou en cheveux de poupée) verticaux, contrôlés toutes les sont à installer devant les trous d’envol. 15 minutes au moins. • Les filets verticaux ne doivent pas être installés directement devant les grandes colonies de parturition (> 50 individus).

MC-02 Épuisette Une épuisette (perche terminée par un • L’épuisette et le récupérateur doivent Bader et al. 2017 cadre auquel est attaché un tube en être surveillés en permanence et les plastique ou un filet) placée devant un animaux capturés doivent être trou d’envol permet de capturer des récupérés immédiatement. chauves-souris à leur sortie du gîte. L’animal glisse le long du tube en plastique jusqu’à un récupérateur en matériau souple ou vole à l’intérieur du filet (qui fléchit sous son poids) et finit par s’enchevêtrer dans les mailles.

MC-03 Capture à la Des chauves-souris sont capturées à la • Dans les gîtes librement accessibles, Bader et al. 2017 main main dans des gîtes librement acces- éviter de déranger également les sibles (combles, grottes) ou dans des individus non ciblés. nichoirs pour chauves-souris dotés d’une • Ne capturer en aucun cas des jeunes de ouverture. moins de deux semaines, des femelles en fin de gestation ou allaitantes, des individus affaiblis (sauf dans le but de les soigner) ou des individus en hibernation (exception : capture d’individus manifestement symptomatiques dans le cadre du suivi du syndrome du nez blanc). • Afin de réduire le dérangement causé, n’attraper les jeunes (de plus de deux semaines) qu’après le départ des mères pour la chasse.

MC-04 Piège-harpe Des filins verticaux sont suspendus à • Vérifier le piège et le bac récupérateur Bader et al. 2017 deux cadres métalliques placés l’un toutes les 30 minutes au moins. derrière l’autre. Les chauves-souris qui tentent de traverser les filins tombent dans un bac récupérateur en toile.

MC-05 Nasse Succession de plusieurs entonnoirs • Contrôler la nasse toutes les Bader et al. 2017 fermés sur le haut, débouchant chacun 30 minutes au moins. dans une chambre plus petite que la précédente. Dans la dernière chambre (fermée), les animaux peuvent être attrapés à l’épuisette ou ramassés à la main.

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N° Méthode Descriptif Exigences/précautions Bibliographie Immobilisation MC-06 Sac en toile Immobilisation mécanique dans un sac • Un sac ne doit contenir qu’un seul Bader et al. 2017 en toile souple. individu, ou plusieurs individus de la même espèce.

• En règle générale, le temps d’immobilisation ne doit pas dépasser 30 minutes, ou 2 heures pour un prélèvement de crottes.

• L’immobilisation mécanique ne convient ni aux juvéniles, ni aux femelles en fin de gestation ou allaitantes, ni aux individus en hibernation.

• Les individus doivent être relâchés à l’extérieur des gîtes, toujours en pleine nuit et uniquement s’ils sont parfaitement capables de voler. Marquage MC-07 Coupe du pelage Utiliser une petite paire de ciseaux pour • Ne marquer ni les individus affaiblis, ni Bader et al. 2017 couper le pelage de l’animal sur une les individus en hibernation. surface d’environ 0,5 cm2 dans la région du dos.

MC-08 Coloration des Appliquer du vernis à ongles à séchage • Ne marquer ni les individus affaiblis, ni Bader et al. 2017 griffes rapide sur les griffes des orteils ou du les individus en hibernation. pouce.

MC-09 Baguage Fixer manuellement sur l’avant-bras de • Ne marquer ni les femelles en fin de Bader et al. 2017 l’animal une bague de la Centrale de gestation ou allaitantes, ni les individus baguage du Muséum d’histoire naturelle affaiblis, ni les individus en hibernation. de Genève. • Adapter la taille de la bague à la corpulence de l’animal.

MC-10 Réflecteur/ Pour un marquage de courte durée, • Ne marquer ni les femelles en fin de Bader et al. 2017 capsule coller un morceau de bande réfléchis- gestation ou allaitantes, ni les individus chimiolumi- sante ou une capsule chimiolumines- affaiblis, ni les individus en hibernation. descente cente dans le poil dorsal de l’animal • Fixer la marque de manière à ce qu’elle (avec de la colle cutanée). Possibilité se détache le plus vite possible après d’utiliser également une bande réfléchis- avoir rempli sa fonction. sante autocollante.

MC-11 Poudre À l’aide d’un tamis, faire tomber de la • Réduire autant que possible le Bader et al. 2017 fluorescente à poudre fluorescente sur les dérangement causé à l’entrée du gîte. l’UV chauves-souris qui approchent du trou d’envol ; la poudre se fixe dans leur pelage. Une lumière noire permet ensuite de repérer les individus marqués (et leurs déjections) à d’autres endroits.

MC-12 Puce Implanter une puce électronique en • Ne marquer ni les femelles en fin de Bader et al. 2017 électronique sous-cutané à l’aide d’un applicateur, gestation ou allaitantes, ni les individus entre les deux omoplates. affaiblis, ni les individus en hibernation. • Se servir de canules à usage unique.

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N° Méthode Descriptif Exigences/précautions Bibliographie MC-13 Émetteur/ Pour un marquage de courte durée, • Ne marquer ni les femelles en fin de Bader et al. 2017 enregistreur de coller un émetteur ou un enregistreur de gestation ou allaitantes, ni les individus données données dans le poil dorsal de l’animal affaiblis, ni les individus en hibernation. ou sur sa peau (avec de la colle cutanée) • Utiliser systématiquement le plus petit ou le fixer sur un collier conçu pour émetteur ou enregistreur possible ; dans rompre en cas d’accrochage. l’idéal, son poids ne doit pas dépasser 5 % du poids de l’animal. • Fixer l’émetteur de manière à ce qu’il se détache le plus vite possible après avoir rempli sa fonction ou puisse être retiré manuellement.

Prélèvement d’échantillons MC-14 Échantillon À l’aide d’un tube microcapillaire en • Ne pas faire ce prélèvement sur un Bader et al. 2017 d’urine verre, prélever de l’urine fraîche et la individu en hibernation. réfrigérer immédiatement.

MC-15 Échantillon de Pour un prélèvement de crottes, • Ne pas faire ce prélèvement sur un Bader et al. 2017 crottes l’immobilisation de l’animal ne doit pas individu en hibernation. dépasser 2 heures.

MC-16 Échantillon de Arracher quelques poils avec leur racine • Ne pas faire ce prélèvement sur une Bader et al. 2017 poils à l’aide d’une pincette stérile. femelle en fin de gestation, un individu affaibli ou un individu en hibernation.

MC-17 Échantillon de À l’aide d’un poinçon stérile, prélever un • Pratiquer le prélèvement près du corps Bader et al. 2017 patagium morceau de patagium d’environ 3 mm et de l’animal. le plonger dans de l’éthanol (à 98 %) ou • Ne pas faire ce prélèvement sur une le congeler. femelle en fin de gestation, un individu affaibli ou un individu en hibernation.

MC-18 Frottis Avec un tampon de coton, frotter le • Ne pas faire ce prélèvement sur une Bader et al. 2017 visage et le patagium de l’animal en femelle en fin de gestation. faisant de délicats mouvements • Si le prélèvement se fait dans un gîte circulaires, puis plonger le coton dans de (d’hiver), éviter de déranger les individus l’éthanol (à 98 %). non ciblés.

MC-19 Ectoparasites Prélever des ectoparasites à l’aide d’une • Ne pas faire ce prélèvement sur une Bader et al. 2017 pincette (ou d’une bande adhésive sur les femelle en fin de gestation ou un parties du corps dépourvues de poils) et individu en hibernation. les plonger dans de l’éthanol à 98 %.

MC-20 Échantillon de À l’aide d’une aiguille à injection • Prélever au maximum 10 % du volume Bader et al. 2017 sang 25 gauges, piquer la veine qui se trouve à sanguin total chez les individus en proximité de la cuisse dans l’uropatagium bonne santé et au maximum 1 % chez et recueillir le sang dans un tube les individus malades, blessés ou dont microcapillaire en verre. Ensuite, arrêter l’état de santé n’est pas connu. le flux sanguin en pressant délicatement • Ne pas faire ce prélèvement sur une l’endroit de la piqûre entre le pouce et femelle en fin de gestation ou un l’index pendant 2 minutes. individu en hibernation.

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Lagomorphes (Lagomorpha)

N° Méthode Descriptif Exigences/précautions Bibliographie Capture ML-01 Cage-piège Cage grillagée équipée d’une porte. • Activer le piège dans la soirée et le Alves et al. 2007 relever au plus tard au lever du soleil afin de réduire le stress causé à l’animal. • Dans la mesure du possible, utiliser le piège pendant la saison hivernale et non pendant la période de reproduction.

ML-02 Filet vertical Installer une rangée de filets verticaux et • Sortir les animaux du filet le plus vite Nodari 2006 rabattre les animaux dans cette possible et les confiner dans une caisse direction. Récupérer immédiatement les en bois. animaux pris au piège.

Immobilisation ML-03 Immobilisation Maintenir l’animal avec la main. • Masquer les yeux de l’animal. Fischer 2015 ; mécanique • Tenir l’animal en extension pour éviter Fischer 2016 qu’il se distende brusquement ; immobiliser les pattes arrière avec le pouce, l’index et le majeur (en plaçant le majeur entre les deux pattes).

ML-04 Contention de Enfermer l’animal dans une caisse en • Placer la caisse opaque dans un endroit Fischer 2015 ; courte durée bois totalement opaque, mais laissant calme. Fischer 2016 passer l’air, suffisamment étroite pour • Confiner l’animal durant peu de temps qu’il ne puisse pas se retourner.

Marquage ML-05 Puce Implanter une puce électronique en • Choisir la taille, la forme et le mode Campbell-Palmer & électronique sous-cutané dans la région de l’épaule. d’application de la puce de manière à Rosell 2013 réduire au minimum ses éventuels effets négatifs sur l’animal. • Se servir de canules à usage unique.

ML-06 Marque Appliquer au centre de l’oreille une • Utiliser un type de marque adapté à auriculaire marque en plastique ou en aluminium l’espèce cible, ainsi que des outils permettant la reconnaissance indivi- prévus à cet effet. duelle de l’animal. • Ne toucher ni les vaisseaux sanguins principaux, ni les structures cartilagineuses principales. • Penser à désinfecter.

ML-07 Émetteur Sur un collier attaché à l’animal, fixer • La largeur du collier doit être adaptée à une unité de télémétrie (GPS, VHF) ou l’espèce, à l’âge et au sexe de l’animal ; une autre unité technique permettant de son poids ne doit pas dépasser 3 % du localiser l’animal et éventuellement de poids de l’animal. mesurer d’autres paramètres. • Choisir une forme de collier et un matériau respectueux du bien-être de l’animal ; serrer suffisamment le collier pour que la mâchoire inférieure de l’animal ou l’une de ses pattes ne se coince pas dedans. • Utiliser si possible un collier conçu pour rompre en cas d’accrochage.

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Carnivores (Carnivora)4

N° Méthode Descriptif Exigences/précautions Bibliographie Capture MP-01 Cage-piège Pour le lynx et le chat sauvage : déposer, • Ne pas utiliser une cage grillagée, car Breitenmoser, Ryser & sur une route forestière ou un chemin, le risque de blessure est trop élevé. Ryser-Degiorgis 2014 une caisse en bois munie d’une trappe • Surveiller le piège en continu à l’aide déclenchée par un fil ou une bascule. d’un émetteur GSM (dont le fonctionne- Dans les portes, des petites ouvertures ment doit être testé tous les jours) ; (refermables) permettent d’observer programmer une alarme par SMS à l’animal capturé et de l’anesthésier à la l’attention de plusieurs personnes ; en sarbacane. Choisir la taille et le type de cas d’alarme, le contrôleur doit se cage-piège en fonction de l’espèce cible. rendre sur place au plus vite (et Utiliser éventuellement un appât olfactif. relâcher les animaux non ciblés), rejoint immédiatement par l’équipe de capture.

• Contrôle automatique de l’alarme 2 fois par jour ; contrôle de la cage-piège 2 fois par semaine et après chaque chute de neige. MP-02 Cage-piège Pour le renard roux, le blaireau, la loutre • Relever le piège au moins 2 fois par jour Debrot 1982 ; et les petits mustélidés : piège en bois, (le matin et le soir) et plus souvent pour Marchesi 1989 ; en métal ou en grillage équipé d’une ou les petits mustélidés. Meia 1994 ; deux portes. • Placer le piège dans un endroit protégé Ferrari 1997 et peu dérangé.

• Tester le déclenchement sélectif/à distance.

• Minimiser le risque de blessure en optimisant le procédé et en l’adaptant à l’espèce cible.

MP-03 Piège à Pour le loup : piège dont les mâchoires • Surveillance permanente à courte Breitenmoser, Ryser & mâchoires EZ garnies de caoutchouc permettent une distance. Ryser-Degiorgis 2014 Grip Trap bonne tenue de la patte au-dessus de • Le piège peut céder face à la résistance l’articulation du carpe. Le piège n’est pas de l’animal et le laisser s’échapper. fixé au sol, mais il est équipé d’une • Méthode conforme aux dispositions de ancre, d’un émetteur d’alerte et d’un l’Accord sur des normes internationales émetteur VHF. de piégeage sans cruauté, avec un risque de blessure minime. MP-04 Lacet à patte Pour le lynx, le renard roux et d’autres • Surveiller les pièges en continu Breitenmoser, Ryser & carnivores de taille moyenne : piège (éventuellement à l’aide d’un émetteur Ryser-Degiorgis 2014 équipé d’un ressort servant à serrer le VHF). câble d’acier et d’une palette de • L’équipe de capture doit être sur place déclenchement séparée servant à lancer rapidement. le lacet autour de la patte de l’animal. • Tenir compte de l’amplitude de Placer 2 à 4 pièges attachés par des déplacement de l’animal (env. 5 m) pour câbles à proximité immédiate du cadavre éviter de le mettre dans une situation d’une proie. dangereuse.

• Réduire au minimum le risque de blessure en optimisant le procédé et en l’adaptant à l’espèce cible.

• Avantages : risque de blessure minime, capture sélective, peu de prises involontaires.

4 L’abréviation «MC» se référant aux chiroptères, l’abréviation des numéros de méthodes « MP » est utilisée pour les prédateurs, sur la base du terme anglais « predators ».

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N° Méthode Descriptif Exigences/précautions Bibliographie MP-05 Piège à Pour le renard roux et le blaireau : piège • Surveiller le piège en continu. Meia 1994 mâchoires avec des mâchoires garnies de caout- • Fixer le piège à un support stable, mais chouc ou avec une pièce métallique légèrement flexible, idéalement un petit empêchant la fermeture complète des arbre (Ø 5-10 cm). mâchoires. La patte est attrapée • Veiller à ne pas capturer des juvéniles au-dessus de l’articulation du carpe. ou des individus d’autres espèces. • Réduire au minimum le risque de blessure en optimisant le procédé et en l’adaptant à l’espèce cible.

MP-06 Collet Pour le renard roux et le blaireau : nœud • Surveiller le piège en continu. Meia 1994 ; coulant en fil de fer ou en câble servant • Adapter le mécanisme de serrage en Ferrari 1997 à attraper les animaux au niveau du cou. fonction du tour de cou de l’espèce Un arrêtoir en fer empêche le serrage cible. complet du nœud. Ajuster le collet en • Fixer le piège à un support stable, mais fonction du tour de cou moyen de légèrement flexible, idéalement un petit l’espèce cible. arbre (Ø 5-10 cm).

• Veiller à ne pas capturer des juvéniles ou des individus d’autres espèces.

• Réduire au minimum le risque de blessure en optimisant le procédé et en l’adaptant à l’espèce cible.

MP-07 Fusil Pour les grands carnivores : • Option : fléchette anesthésiante munie Breitenmoser, Ryser & hypodermique capture et immobilisation à distance à d’un mini-émetteur VHF aidant à Ryser-Degiorgis 2014 l’aide d’une fléchette anesthésiante tirée localiser rapidement l’animal touché avec un fusil hypodermique. (peut toutefois réduire la précision et la distance du tir). • Utiliser cette méthode uniquement sur un terrain adapté.

MP-08 Sarbacane Pour les grands carnivores : • Tir précis pouvant atteindre 10 m de Breitenmoser, Ryser & commandée à sarbacane MICS (= système de capture distance, dirigé grâce à une caméra et Ryser-Degiorgis 2014 ; distance faiblement invasif) fixée à une source de un écran. Ryser et al. 2005 nourriture, pouvant être déclenchée à • Calibrage à l’aide d’un pointeur laser une distance de plusieurs centaines de calculant la nouvelle distance de tir (à mètres. réitérer pour chaque tentative de capture).

• Option : fléchette anesthésiante équipée d’un mini-émetteur VHF aidant à localiser l’animal touché (peut toutefois réduire la précision et la distance du tir).

• Utiliser cette méthode uniquement sur un terrain adapté.

MP-09 Capture à la Pour le lynx et le chat sauvage : localiser • Capturer les petits en l’absence de leur Breitenmoser-Würsten main le terrier grâce à l’émetteur fixé sur la mère (qu’il faut tenir éloignée du terrier et al. 2007 ; Breitenmère. Attraper à la main des petits âgés vide). moser & Breitenmoserd’environ 4 semaines et les placer • Limiter autant que possible le temps de Würsten 2008 chacun dans un sac en toile différent, présence autour du terrier. pour une courte durée. • Pour plus de sécurité, employer cette méthode de capture avant que les petits soient en âge de mordre.

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N° Méthode Descriptif Exigences/précautions Bibliographie Immobilisation MP-10 Immobilisation Pour le renard, le blaireau et les • Masquer les yeux de l’animal. Fischer 2015 ; mécanique mustélidés : l’animal est immobilisé Poser l’animal sur un flanc en immobili- Fischer 2016 manuellement par une première sant sa croupe et ses épaules et le personne pendant qu’une deuxième le maintenir dans cette position. mesure et le marque.

MP-11 Narcose Administration en intramusculaire d’un • La substance et/ou le dosage doivent Breitenmoser, Ryser & sédatif associé à un narcotique, dans le dans la mesure du possible être Ryser-Degiorgis 2014 ; but de capturer un animal (p. ex. à l’aide adaptés à l’espèce, à l’individu capturé Kreeger & Arnemo d’un fusil hypodermique) ou d’immobiliser (sexe, âge, condition physique, stade 2012 ; un animal déjà capturé (p. ex. à l’intérieur reproductif [gestation, rut], état de Ryser 2005, 2007 d’une cage-piège). Le plus souvent, l’ani- santé, constitution), à la saison et aux mal capturé est piqué à l’aide d’une particularités de la région). seringue anesthésiante fixée à la pointe • L’anesthésie et la phase de réveil d’une longue perche. doivent se dérouler avec le moins de dérangement possible (en particulier sans bruit).

• Un animal sous narcose a des besoins particuliers dont il faut tenir compte (p. ex. protection des yeux, positionnement, régulation de la température).

• Les paramètres vitaux, les réflexes et la température corporelle doivent être contrôlés en permanence sur la base de protocoles standardisés.

• Administrer une substance antagoniste pour réveiller l’animal après sa manipulation.

Marquage MP-12 Marque Pour le renard roux, le blaireau et les • Utiliser un type de marque adapté à Campbell-Palmer & auriculaire mustélidés : appliquer au centre de l’espèce cible, ainsi que des outils Rosell 2013 l’oreille une marque en plastique ou en prévus à cet effet. aluminium permettant la reconnaissance • Ne toucher ni les vaisseaux sanguins individuelle de l’animal. principaux, ni les structures cartilagineuses principales. • Penser à désinfecter.

MP-13 Puce Pour les grands carnivores et le chat • Choisir la taille, la forme et le mode Breitenmoser, Ryser & électronique sauvage : implanter une puce électro- d’application de la puce de manière à Ryser-Degiorgis 2014 nique en sous-cutané à l’aide d’un réduire au minimum ses éventuels applicateur, sur la partie gauche du cou. effets négatifs sur l’animal. • Se servir de canules à usage unique.

MP-14 Émetteur Sur un collier attaché à l’animal, fixer • La largeur et le poids du collier doivent Breitenmoser, Ryser & une unité de télémétrie (GPS, VHF) ou être adaptés à l’espèce, à l’âge et au Ryser-Degiorgis 2014 ; une autre unité technique permettant de sexe de l’animal. Le poids du collier ne Marchesi 1989 ; localiser l’animal et éventuellement de doit pas dépasser 2 à 3 % du poids de Meia 1994 ; mesurer d’autres paramètres. l’animal. Ferrari 1997

• Choisir une forme de collier et un matériau respectueux du bien-être de l’animal.

• Pour les jeunes renards, utiliser un collier extensible.

• Utiliser un collier conçu pour rompre en cas d’accrochage ou programmé pour s’ouvrir automatiquement.

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N° Méthode Descriptif Exigences/précautions Bibliographie Prélèvement d’échantillons MP-15 Échantillon de Prélever un échantillon de sang en • Ne pas dépasser les quantités Breitenmoser, Ryser & sang piquant une veine avec une canule ; chez maximales recommandées dans le Ryser-Degiorgis 2014 ; les carnivores, il s’agit généralement guide de la faune sauvage du FIWI. Ryser-Degiorgis 2015 ; d’une veine de l’avant-bras. • Utiliser du matériel de prélèvement à Baumgartner et al. usage unique (canules, etc.). 2014 ; West et al. 2014

Artiodactyles (Artiodactyla)

N° Méthode Descriptif Exigences/précautions Bibliographie Capture MA-01 Enclos/corral Parquer des ongulés sauvages (principa- • Réduire au minimum le risque de Stubbe 1995 ; lement pour le cerf élaphe et le sanglier) blessure en optimisant le procédé et en Heurich 2011 ; dans un grand enclos, jouxté le plus l’adaptant à l’espèce cible. Barasona et al. 2013 souvent par un sas dans lequel les • Tester le déclenchement sélectif/à animaux peuvent être amenés pour être distance. manipulés plus facilement.

MA-02 Cage-piège Appâter un ongulé sauvage pour le faire • Relever le piège au moins 2 fois par jour Stubbe 1995 ; entrer dans une boîte équipée d’un ou le surveiller en continu ; réduire le Silvy 2012 ; système de fermeture. Selon l’espèce et risque de blessure en optimisant le Abderhalden-Buchli l’habitat, préférer une cage en bois plein, procédé et en l’adaptant à l’espèce 1998 : bouquetin ; une cage grillagée traversée de lumière cible. Heurich 2011 : ou une construction mixte. • N’utiliser une cage grillagée que si chevreuil, cerf élaphe ; nécessaire, car le risque de blessure Klingler-Krämer 1966 : est important. chamois ; Actes du • Tester le déclenchement sélectif/à symposium Mèzedistance. Hérault 1990

MA-03 Lacet à patte Poser sur une coulée fréquentée par la • Surveiller le piège en continu. Silvy 2012 ; faune sauvage des lacets de corde • Récupérer immédiatement les animaux Baumann & Struch maintenus en tension. Lorsqu’un animal pris au piège. 2000, Struch & (principalement un chamois ou un • Réduire au minimum le risque de Baumann 2000 ; chevreuil) déclenche le piège par une blessure en optimisant le procédé et en Bächler 2002 ; traction élastique (corde élastique, l’adaptant à l’espèce cible. Cugnasse 1988 ; ressort), les lacets se tendent vers le Actes du symposium haut et se referment sur une ou plusieurs Mèze-Hérault 1990 ; pattes de l’animal. Bousquet et al. 2007

MA-04 Filet tombant/ Piège dont le déclenchement par un • Surveiller le piège en continu ; récupérer Silvy 2012 ; soulevé animal (principalement un chamois, un immédiatement l’animal capturé. Chevrier et al 2009 ; bouquetin ou un sanglier) fait tomber un • Réduire au minimum le risque de Dematteis et al 2009 ; filet sous l’effet de la gravité (filet blessure en optimisant le procédé et en Actes du symposium tombant) ou soulève un filet sous l’effet l’adaptant à l’espèce cible. Mèze-Hérault 1990 ; d’une traction élastique (filet soulevé). • Tester le déclenchement sélectif/à Jullien & Cornillon distance. 2012

MA-05 Filet vertical Pour le chevreuil : installer une rangée de • Surveillance permanente avec au moins Silvy 2012 ; filets verticaux et rabattre les animaux un rabatteur pour 50 m de filet. Lopez Olivera et al. dans cette direction. • Manipuler les animaux immédiatement 2009 ; après leur capture ou une fois apaisés Chevrier et al. 2009 ; par un sédatif. Actes du symposium

• Réduire au minimum le risque de Mèze-Hérault 1990 blessure en optimisant l’installation des filets.

• S’assurer que la sédation et la contention temporaire dans des boîtes réduisent le stress des animaux capturés.

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N° Méthode Descriptif Exigences/précautions Bibliographie MA-06 Lance-filet Le fusil à filet est généralement utilisé • Utiliser le lance-filet sur un terrain Silvy 2012 ; (fusil/canon) depuis un hélicoptère pour immobiliser adapté uniquement. Menaut-Loison 1994 ; un animal en fuite. Le canon à filet De Young et al. 1988 ; s’utilise à terre ; la méthode consiste à Hawkins et al. 1968 lancer sur des animaux un filet propulsé par plusieurs canons.

MA-07 Capture à la Pour le chevreuil : méthode permettant • Les animaux doivent être capturés avec Stubbe 1995 ; Rehnus main d’attraper de jeunes chevreuils isolés. le plus de ménagement possible. La & Reimoser 2014 manipulation doit être rapide et sans odeur.

MA-08 Fusil Capture et immobilisation à distance à • Adapter le point d’injection, le matériel Kreeger & Arnemo hypodermique l’aide d’une fléchette anesthésiante tirée et la force de l’impact en fonction de 2012 ; avec un fusil hypodermique. l’espèce. Bassano et al. 2004 ;

• Utiliser cette méthode uniquement sur Ryser & Pewsner un terrain adapté (risque de chute, 2013 ; facilité à retrouver l’animal touché, etc.). Ryser 2005, 2007

• Option : fléchette anesthésiante munie d’un émetteur VHF aidant à localiser rapidement l’animal touché (peut toutefois réduire la précision et la distance du tir).

• Dans le cas d’un narcotique, envisager d’administrer de l’oxygène en supplément.

Immobilisation MA-09 Immobilisation Pour le chamois, le chevreuil, le sanglier • Couvrir les yeux de l’animal. Fischer 2015 ; mécanique et le bouquetin : immobilisation manuelle • Travailler le plus silencieusement Fischer 2016 par plusieurs personnes, chargées possible afin de réduire son stress. respectivement de maintenir les pattes • Maintenir l’animal en extension en avant, les pattes arrière et la tête/les bloquant sa croupe et sa tête et veiller épaules. Recommandé pour les sangliers à ce que sa colonne vertébrale reste jusqu’à 80-90 kg. Chez le bouquetin, bien droite. convient uniquement pour les étagnes et • Les sangliers tendant à souffrir les jeunes. d’hyperthermie, il convient de disposer d’eau afin de refroidir les individus (en particulier lors de captures en été)

MA-10 Narcose Administration en intramusculaire d’un • La substance et/ou le dosage doivent Kreeger & Arnemo sédatif associé à un narcotique, dans le être adaptés à l’espèce, à l’individu 2012 ; but de capturer un animal (p. ex. à l’aide capturé (sexe, âge, condition physique, Janovsky et al. 2008 ; d’un fusil hypodermique) ou d’immobiliser stade reproductif [gestation, rut], état Bassano et al. 2004 ; un animal déjà capturé (p. ex. à l’intérieur de santé, constitution), à la saison et Ryser & Pewsner d’une cage-piège). Le plus souvent, l’ani- aux particularités de la région. 2013 ; mal capturé est piqué à l’aide d’une L’anesthésie et la phase de réveil Ryser 2005, 2007 seringue anesthésiante fixée à la pointe doivent se dérouler avec le moins de d’une longue perche. dérangement possible (en particulier sans bruit).

• Couvrir les yeux de l’animal.

• Les paramètres vitaux, les réflexes et la température corporelle doivent être contrôlés en permanence sur la base de protocoles standardisés.

• S’il s’agit d’un ruminant (en particulier), veiller à ce que l’animal se trouve dans une position empêchant la météorisation.

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N° Méthode Descriptif Exigences/précautions Bibliographie MA-11 Contention de Enfermer l’animal (chevreuil, sanglier) • Placer la caisse opaque dans un endroit Fischer 2015 ; courte durée dans une caisse en bois totalement calme. Fischer 2016 opaque, mais laissant passer l’air, • Ne pas confiner l’animal plus longtemps suffisamment étroite pour qu’il ne puisse que nécessaire. pas se retourner.

Marquage MA-12 Coloration du Marquer une partie du corps de l’animal • Réduire au minimum les éventuels Silvy 2012 pelage en appliquant un colorant sur son effets négatifs sur l’animal. pelage.

MA-13 Marque À l’aide d’une pince, placer une marque • Choisir la taille de la marque en Silvy 2012 ; auriculaire colorée dans le pavillon de l’oreille. Les fonction de l’espèce et utiliser des Abderhalden & Buchli marques en plastique utilisées pour les outils prévus à cet effet. 1998 ; animaux de rente conviennent parfaite- Ne toucher ni les vaisseaux sanguins Actes du symposium ment. principaux, ni les structures cartilagi- Mèze-Hérault 1990 neuses principales.

• Penser à désinfecter.

• Dans la mesure du possible, placer la marque au centre de l’oreille.

MA-14 Marquage des Méthode d’identification individuelle • Adapter la taille, le poids, le matériau et Abderhalden & Buchli cornes (bande/ consistant à fixer une bande ou une la forme de la marque à l’espèce, à 1998 ; Baumann 1993 plaque) plaque sur la corne d’un animal l’âge et au sexe de l’animal. (bouquetin ou chamois). Cette marque peut être collée ou vissée.

MA-15 Puce Implanter une puce électronique en • Choisir la taille, la forme et le mode Silvy 2012 électronique sous-cutané à l’aide d’un applicateur ou d’application de la puce de manière à la fixer en externe (p. ex. sur une marque réduire au minimum ses éventuels auriculaire). effets négatifs sur l’animal. • Se servir de canules à usage unique.

MA-16 Émetteur Sur un collier attaché à l’animal ou sur • La largeur du collier doit être adaptée à Silvy 2012 ; une marque auriculaire (chez le sanglier l’espèce, à l’âge et au sexe de l’animal ; Fischer et al. 2004 ; notamment), fixer une unité de télémétrie son poids ne doit pas dépasser 3 à 5 % Abderhalden & Buchli (GPS, VHF) ou une autre unité technique du poids de l’animal. L’émetteur fixé sur 1998 ; permettant de localiser l’animal et la marque auriculaire ne doit pas peser Actes du symposium éventuellement de mesurer d’autres plus de 40 g. Mèze-Hérault 1990 paramètres. • Choisir une forme de collier et un matériau respectueux du bien-être de l’animal ; tenir compte de la croissance de l’animal et des variations saisonnières de sa condition et de sa constitution. • Utiliser un collier conçu pour rompre en cas d’accrochage ou programmé pour s’ouvrir automatiquement. Prélèvement d’échantillons MA-17 Frottis de peau/ Pratiquer un frottis sur la peau, les • Procéder avec le plus de ménagement Ryser-Degiorgis de muqueuse conjonctives, la muqueuse bucco-nasale possible. 2015b ; et la vulve, ainsi qu’un prélèvement de Ryser-Degiorgis 2014 salive.

MA-18 Échantillon de Arracher quelques poils, voire une petite • Les racines viennent plus facilement si Baumann & Struch poils touffe, à l’aide d’une pincette stérile. on prélève peu de poils à la fois. 2000 ; Struch & Baumann 2000

MA-19 Échantillon de Un léger massage permet généralement • Procéder avec le plus de ménagement crottes de prélever quelques fèces au niveau du possible. rectum.

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N° Méthode Descriptif Exigences/précautions Bibliographie MA-20 Échantillon de À l’aide d’une aiguille à injection, piquer • Ne pas dépasser la quantité maximale Baumgartner et al. sang l’un des vaisseaux sanguins recomman- recommandée. 2014 ; West et al. dés pour l’espèce concernée. • Utiliser du matériel de prélèvement à 2014 ; Morton et al. usage unique (canules, etc.). 1993 • Prendre en considération les risques spécifiques à l’espèce.

MA-21 Échantillon de Prélever un échantillon de tissu à l’aide • Le tissu doit être prélevé avec le plus Department of Parks tissu d’une flèche à biopsie ou d’un poinçon grand ménagement possible, en and Wildlife, Western adapté (p. ex. une pince à perforer ou une quantité raisonnable et à un endroit Australia 2015 pince pour la pose des marques adapté, afin que l’atteinte soit minime. auriculaires). Le risque de contamination et d’infection doit être réduit au minimum par des mesures d’hygiène adaptées.

MA-22 Ectoparasites Prélever des tiques ou des lipoptènes du • Prélever les ectoparasites au plus près cerf sur la peau et dans les poils de de la peau, avec ménagement et de l’animal. façon contrôlée.

Oiseaux (Aves)

N° Méthode Descriptif Exigences/précautions Bibliographie Capture AV-01 Capture à la Méthode consistant à fouiller rapidement • Le dérangement causé inévitablement Redfern & Clark 2001 ; main (œufs et un nid pour attraper à la main des œufs aux oisillons et aux adultes à l’intérieur Directives de la oisillons) et des oisillons ou à capturer à la main du nid doit être limité autant que Station ornithologique des oisillons nidifuges. possible. suisse 2013 • Les jeunes au nid doivent être gardés bien au chaud.

AV-02 Filet japonais Capturer des oiseaux en tendant un filet • Observation permanente, avec Silvy 2012 ; vertical entre deux perches. inspection du filet toutes les heures au Redfern & Clark 2001 ; moins. Directives de la • Adapter la taille des mailles, la Station ornithologique résistance des fils et le nombre de suisse 2013 panneaux en fonction de l’espèce.

AV-03 Piège à filet Différents types d’épuisettes et de • Observation permanente, avec contrôle Silvy 2012 ; pièges rabattables (p. ex. clap net, du piège toutes les heures au moins. Redfern & Clark 2001 ; matole, whoosh net). • Adapter la taille du piège à l’espèce Directives de la cible. Station ornithologique suisse 2013

AV-04 Nasse Capturer les oiseaux qui volent, • Prévoir un espace suffisant au fond de Silvy 2012 ; marchent, sautent, plongent ou nagent la nasse pour capturer plusieurs Redfern & Clark 2001 ; d’eux-mêmes jusqu’au fond d’une nasse, individus à la fois. Directives de la à travers des entrées en forme d’enton- • Capture de (petits) passereaux et Station ornithologique noir. Adapter la taille de la nasse à limicoles : observation permanente de la suisse 2013 ; Hofer et l’espèce cible. nasse, avec vérification et ramassage al. 2010 des oiseaux toutes les heures au moins. • Capture d’oiseaux d’eau et de corneilles : surveillance régulière afin d’empêcher l’accès aux animaux non ciblés, avec vérification de la nasse au moins deux fois par jour (matin et soir).

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N° Méthode Descriptif Exigences/précautions Bibliographie AV-05 Cage au-dessus Installer au-dessus d’un nid une cage en • Observation directe et continue de la Silvy 2012 ; d’un nid fil métallique ou en filet avec une entrée cage. Redfern & Clark 2001 ; en forme d’entonnoir ; attendre que des • Récupérer immédiatement les adultes Directives de la adultes couvant des œufs ou nourrissant pris au piège. Station ornithologique des petits entrent d’eux-mêmes dans la • La tentative de capture ne doit pas suisse 2013 cage. durer plus de 2 heures et demie.

• Méthode à employer uniquement si les conditions météorologiques sont optimales.

• Le dérangement causé inévitablement aux oisillons et aux adultes à l’intérieur du nid doit être limité autant que possible.

AV-06 Nichoir pour Méthode consistant à capturer des • Observation permanente du nichoir. Silvy 2012 ; nicheurs ou oiseaux dans un nichoir pour nicheurs ou • Les nichoirs munis d’un système de Redfern & Clark 2001 ; cavernicoles cavernicoles, à la main ou à l’aide d’un fermeture déclenché par l’oiseau Directives de la système de fermeture déclenché par doivent être contrôlés toutes les Station ornithologique l’oiseau ou par l’observateur. 30 minutes au moins. suisse 2013

• La tentative de capture ne doit pas durer plus de 2 heures et demie.

• Le dérangement causé inévitablement aux oisillons et aux adultes à l’intérieur du nichoir doit être limité autant que possible.

AV-07 Leurre Utiliser des leurres pour attirer les • Utilisation de courte durée près des Silvy 2012 ; oiseaux dans les pièges tendus par les sites de nidification. Redfern & Clark 2001 ; autres méthodes de capture (p. ex. leurre • Utilisation plus longue pour les oiseaux Directives de la acoustique, reproduction artificielle d’un qui ne nichent pas ou sont de passage. Station ornithologique congénère ou d’un prédateur). suisse 2013

AV-08 Éblouissement Éblouir très brièvement des oiseaux en • Proscrire l’utilisation du laser. Redfern & Clark 2001 ; phase de repos nocturne pour pouvoir les Directives de la capturer à la main ou à l’épuisette. Station ornithologique suisse 2013

AV-09 Capture Attirer des oiseaux à l’aide d’un appât et • Immobiliser les oiseaux avec la main, Silvy 2012 ; manuelle avec les attraper directement à la main. rapidement et de façon appropriée, Redfern & Clark 2001 ; appât immédiatement après leur capture. Directives de la Station ornithologique suisse 2013

AV-10 Tapis à fils/à Attirer des oiseaux sur un tapis en • Observation permanente. Silvy 2012 ; bouclettes avec utilisant comme appât une souris vivante • Lester le tapis afin que l’oiseau ne Redfern & Clark 2001 ; appât (qui survivra à la capture). Les oiseaux se puisse pas s’envoler en l’emportant Directives de la prennent les pattes dans les fils ou les avec lui. Station ornithologique bouclettes du tapis. • Récupérer immédiatement l’oiseau suisse 2013 capturé. Attention : l’utilisation d’une souris vivante comme appât doit être évaluée d’un œil critique. Le recours à cette méthode doit être justifié.

Immobilisation AV-11 Immobilisation Immobilisation à la main, puis contention • Manipuler l’oiseau avec précaution. Redfern & Clark 2001 ; mécanique de courte durée (mesurage, marquage) • Réduire autant que possible la durée de Directives de la dans une boîte (œuf, oisillon) ou dans un manipulation et de contention. Station ornithologique petit sac (adulte). • Adapter la taille de la boîte ou du sac à suisse 2013 la taille de l’oiseau ; protéger l’oiseau contre l’hypothermie et l’hyperthermie.

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N° Méthode Descriptif Exigences/précautions Bibliographie Marquage AV-12 Colorant (œufs Appliquer une petite quantité de colorant • Appliquer une quantité réduite de Redfern & Clark 2001 ; et oisillons) inoffensif sur les œufs (crayon à papier) colorant. Directives de la ou sur les oisillons (feutre sur le plumage • Faire des marques de petite taille. Station ornithologique et la peau, vernis à ongle sur les griffes). suisse 2013

AV-13 Bague Marquage à l’aide d’une bague posée • Bague entièrement fermée. Redfern & Clark 2001 ; autour de la patte (bague en métal et/ou • Choisir un diamètre intérieur de la Directives de la colorée). bague qui est suffisamment grand pour Station ornithologique que la bague puisse bouger légèrement suisse 2013 autour de la patte et suffisamment petit pour empêcher qu’elle passe l’articulation intertarsienne (grands échassiers, limicoles). • Dans le cas des nicheurs à ciel ouvert, noircir les bagues posées sur les jeunes au nid.

AV-14 Blanchiment ou Appliquer de l’eau oxygénée sur • Blanchiment : décolorer isolément Roth-Callies & Frey coloration des quelques plumes pour les blanchir ou un quelques grandes plumes. 2016 ; Redfern & Clark plumes colorant adapté pour les colorer. • Coloration : procéder avec soin afin de 2001 ; Directives de la préserver intactes les fonctions des Station ornithologique plumes. suisse 2013

AV-15 Collier Marquage à l’aide d’un collier coloré • Procéder avec soin afin que le collier ne Redfern & Clark 2001 ; (manchon) portant un code. gêne ni la prise alimentaire ni la Directives de la motricité de l’oiseau. Station ornithologique suisse 2013 ; Fiche d’information de la Station ornithologique suisse 2015

AV-16 Marque alaire Poser sur chaque aile de l’oiseau, au • Choisir et poser la marque avec soin Redfern & Clark 2001 ; niveau du patagium, une marque alaire (taille, forme) afin qu’elle n’entrave ni Directives de la en plastique coloré avec ou sans code l’aérodynamisme de l’oiseau ni sa capa- Station ornithologique alphanumérique. cité de voler. suisse 2013 ; Fiche d’information de la Station ornithologique suisse 2015

AV-17 Puce Injection d’une marque PIT en • Se servir de canules à usage unique. Becker & Wendeln électronique sous-cutané. 1997 ; Hegelbach & Reinhardt 2009 ; Nicolaus et al. 2008

AV-18 Émetteur/ Pose externe d’un émetteur ou d’un • Le poids total de l’émetteur ou de Kenward 2001 ; enregistreur de enregistreur de données à l’aide d’un l’enregistreur, y compris le harnais, ne Barron et al. 2010 ; données harnais (attaché à l’aile ou à la patte) ou doit pas dépasser 3 % du poids de Van Wijk et al. 2016 avec de la colle (pour un marquage de l’oiseau chez les planeurs et 5 % chez courte durée). les batteurs d’ailes. • L’émetteur, l’enregistreur et le harnais ne doivent entraver ni la liberté de mouvement ni le comportement de l’oiseau.

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N° Méthode Descriptif Exigences/précautions Bibliographie Prélèvement d’échantillons AV-19 Morceau de Couper l’extrémité distale (non vasculari- • Procéder avec soin pour ne pas blesser Bearhop et al. 2003 ; griffe sée) d’une griffe à l’aide d’un coupe- l’animal en coupant du tissu vasculari- Hahn et al. 2014 ongles aiguisé. sé.

AV-20 Échantillon de Prélever un échantillon de salive dans le • Adapter la taille du coton-tige à la taille Adam et al. 2014 ; salive bec ou le pharynx à l’aide d’un coton-tige de l’oiseau. Handel et al.2006 Q-tips ou d’un papier filtre. • Ouvrir le bec de l’oiseau avec délicatesse.

AV-21 Échantillon de Perforer une veine de l’aile ou de la patte • N’effectuer qu’un seul prélèvement et Silvy 2012 ; sang à l’aide d’une canule et récupérer le sang ne pas dépasser 10 % du volume Voss et al. 2010 dans un tube capillaire ou sur un papier sanguin total (soit environ 1 % du poids filtre/buvard. de l’oiseau). • Utiliser du matériel de prélèvement à usage unique (canules, etc.).

AV-22 Tectrices Arracher quelques petites plumes de • Limiter le prélèvement à quelques Jenni & Winkler 1994 ; couverture (tectrices) et quelques petites plumes seulement. McDonald & Grifftith rémiges tertiaires. 2011 ; Silvy 2012

AV-23 Rémiges et Arracher quelques grandes plumes • Limiter le prélèvement à quelques Jenni & Winkler 1994 ; rectrices (rémiges primaires, rémiges secondaires plumes entières. McDonald & Grifftith [grande couverture] et rectrices). • Ou couper quelques petits morceaux du 2011 vexille.

AV-24 Frottis du Pratiquer un frottis interne au niveau du • Adapter la taille de la compresse ou du Organisation mondiale cloaque cloaque avec une compresse ou un coton-tige à la taille de l’oiseau et du de la santé animale coton-tige Q-tips. cloaque, afin d’éviter les blessures. – OIE 2015

Batraciens (Amphibia)

N° Méthode Descriptif Exigences/précautions Bibliographie Capture AM-01 Capture à la Attraper l’animal à la main, éventuelle- • Immobiliser l’animal avec la main pour Hachtel et al. 2009a ; main ment après l’avoir ébloui avec une lampe l’empêcher de s’échapper. Gent & Gibson 1998 torche (capture de nuit). • Ne pas garder l’animal en main trop longtemps : le déposer au plus vite dans un seau ou dans un sac en toile.

AM-02 Seau et bâche Enterrer un seau de collecte dans le sol, • Contrôler le piège 1 fois par jour au Hachtel et al. 2009a ; puis tendre une bâche pour guider les minimum, et plus fréquemment pendant Gent & Gibson 1998 batraciens dans cette direction. Faire la période de grande activité des des trous dans le seau et le poser sur le batraciens ou si le temps est très chaud sol pour que l’eau puisse s’écouler (sauf ou très sec. dans les zones affichant un niveau des • Fermer le seau avec un couvercle eaux souterraines élevé). quand il ne peut pas être contrôlé.

• Enterrer le seau de manière à ce qu’il ne puisse pas être inondé.

• Placer dans le seau un support permettant aux petits mammifères de grimper pour s’échapper.

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N° Méthode Descriptif Exigences/précautions Bibliographie AM-03 Piégeage Capturer des batraciens à l’aide d’un • Poser et si nécessaire fixer le piège de Hachtel et al. 2009a ; piège (il en existe différents types). Le telle sorte que les animaux capturés Gent & Gibson 1998 ; plus souvent, le piège est mis à l’eau puissent respirer à tout moment. Kronshage & Glandt dans la soirée et contrôlé le lendemain • Poser le piège dans la soirée et le 2014 matin. contrôler au petit matin.

• S’il reste dans l’eau plus d’une nuit, contrôler le piège au moins 1 fois par jour (le matin). AM-04 Épuisette Passer l’épuisette dans l’eau, puis • Déposer les animaux le plus vite Hachtel et al. 2009a ; récupérer à la main les animaux pris au possible dans un bassin (détention Gent & Gibson 1998 fond du filet. temporaire) ou les relâcher rapidement.

• Contention : il est judicieux de séparer les animaux en fonction de leur espèce, de leur stade d’évolution et de leur sexe.

AM-05 Abris artificiels Installer des abris artificiels (p. ex. des • Les animaux trouvent volontairement Hachtel et al. 2009a ; planches de bois) dans l’habitat terrestre refuge sous ces abris et n’en sont pas Gent & Gibson 1998 des batraciens. Il suffira de les soulever prisonniers. pour contrôler quelles espèces ils • Ne manipuler les animaux qu’en cas de abritent. nécessité (p. ex. pour déterminer leur sexe).

Immobilisation AM-06 Boîte et Confiner l’animal capturé dans une boîte • Fermer la boîte avec soin. Gent & Gibson 1998 aquarium ou dans un aquarium, afin de pouvoir • Contrôler toutes les 2 heures au moins. l’observer et le transporter. Prélever de • Stocker la boîte ou l’aquarium dans un l’eau dans la mare et en verser une petite endroit frais et ne pas l’exposer à des quantité (anoures) ou une grande températures élevées. quantité (tritons) dans la boîte ou dans • Lors du transport, l’animal doit pouvoir l’aquarium. se cacher (végétation aquatique provenant du milieu naturel, p. ex.) AM-07 Narcose Anesthésier l’animal par immersion dans • Attention : bien réfléchir à la nécessité Amphibian Research & un bain à la tricaïne (méthanesulfonate de pratiquer une narcose, car elle est Monitoring Initiative de tricaïne, méthacaïne, MS222). souvent plus contraignante pour 2001 l’animal que la manipulation elle-même.

Marquage AM-08 Identification Capturer un batracien puis l’immobiliser • La reconnaissance photographique est Hachtel et al. 2009a ; photographique brièvement avec la main ou dans un la méthode imposant le moins de Gent & Gibson 1998 ; contenant (p. ex. boîte de Petri) pour le contraintes aux animaux. Henle et al. 1997 photographier. • Immobiliser l’animal avec délicatesse et d’une façon adaptée à son espèce. • Écourter autant que possible toutes les étapes de l’opération, puis relâcher l’animal rapidement. AM-09 Puce Implanter une puce électronique en • Procéder avec une grande minutie. Gent & Gibson 1998 ; électronique sous-cutané à l’aide d’une seringue • Se servir de canules à usage unique. Dodd 2010 ; Henle et spéciale. al. 1997

AM-10 Émetteur Attacher un émetteur de télémétrie à la • Le poids de l’émetteur ne doit pas Gent & Gibson 1998 ; cuisse d’un anoure à l’aide d’une dépasser 10 % du poids de l’animal. Dodd 2010 ceinture. • Observer l’animal une fois équipé : s’il essaie de se débarrasser de l’émetteur, Attention : la méthode est onéreuse et lui retirer. doit pouvoir être supportée financière- • Localiser régulièrement l’animal et ment. vérifier que la ceinture ne blesse pas sa peau. • Contrôler l’animal uniquement quand il est actif à l’extérieur de son abri.

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N° Méthode Descriptif Exigences/précautions Bibliographie AM-11 Visible implant Méthode consistant à injecter un • Procéder de façon minutieuse. Dodd 2010 ; Henle et elastomer (VIE) colorant inerte sous la peau de l’animal. al. 1997

Prélèvement d’échantillons AM-12 Frottis de peau À l’aide d’un coton-tige, frotter délicate- • Immobiliser l’animal avec la main pour Brem et al. 2007 ment la peau de l’animal en différents l’empêcher de bouger pendant le frottis. endroits, principalement au niveau du • Si le frottis est pratiqué sur un têtard, ventre, du dos et des extrémités. mettre brièvement l’animal dans un bassin avant de le relâcher.

AM-13 Frottis buccal À l’aide d’un coton-tige, frotter délicate- • Immobiliser l’animal avec la main pour Pidancier et al. 2003 ; ment la muqueuse buccale (ou le champ l’empêcher de bouger pendant le frottis. Miller 2006 buccal s’il s’agit d’un têtard) en • Ouvrir la bouche de l’animal avec une différents endroits. grande délicatesse. • Adapter la taille du coton-tige à la taille de l’individu, afin de ne pas le blesser.

AM-14 Frottis du Introduire délicatement un coton-tige • Immobiliser l’animal avec la main pour Dodd 2010 ; cloaque dans le cloaque de l’animal et le faire l’empêcher de bouger pendant le frottis. Miller 2006 tourner. • Adapter la taille du coton-tige à la taille de l’individu, afin de ne pas le blesser.

AM-15 Échantillon de Prélever un petit morceau de la nageoire • La morphologie du têtard se prête Leyse et al. 2003 tissu caudale d’un têtard (larve de batraciens) difficilement aux frottis. Le prélèvement à l’aide d’un scalpel stérile (maximum d’un petit morceau de tissu au niveau 3 × 3 mm). de la nageoire caudale (dépourvue de muscles et de vertèbres) cicatrise rapidement.

Reptiles (Reptilia)

N° Méthode Descriptif Exigences/précautions Bibliographie Capture RE-01 Capture à la Attraper un reptile à mains nues ou avec • Immobiliser l’animal avec la main pour Gent & Gibson 1998 main des gants en cuir ; n’utiliser aucun autre l’empêcher de s’échapper. accessoire. S’agissant des serpents de • Ne pas garder l’animal en main trop grande taille ou venimeux, il est possible longtemps : le déposer au plus vite dans de les empêcher de fuir à l’aide d’un un seau, une boîte, un aquarium ou un crochet pour serpents avant de les sac en toile. attraper.

RE-02 Nœud coulant Attraper un lézard à l’aide d’une canne à • Aucune exigence spéciale, si ce n’est de Gent & Gibson 1998 pêche ou d’un lasso ; n’utiliser aucun traiter l’animal avec respect et autre accessoire. Convient pour ménagement lors de sa capture (lasso examiner l’animal (état de santé, sexe, adapté) et de sa manipulation, de gestation, reconnaissance individuelle de limiter son stress et de le relâcher à ses motifs, etc.) et pour déterminer son l’endroit où il a été capturé. espèce, mais aussi à des fins de formation et de documentation photographique.

RE-03 Abris artificiels Installer des abris artificiels (p. ex. des • Les animaux trouvent volontairement Gent & Gibson 1998 ; planches de bois) dans l’habitat terrestre refuge sous ces abris et n’en sont pas Hachtel et al. 2009b des reptiles. Il suffira de les soulever prisonniers. Il n’est pas toujours pour contrôler quelles espèces ils nécessaire de les manipuler. abritent. Dans certains cas, il pourra être nécessaire d’attraper des individus à la main (p. ex. pour déterminer leur sexe).

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N° Méthode Descriptif Exigences/précautions Bibliographie RE-04 Nasse et filet Pour les tortues aquatiques (cistude • Contrôler le filet et la nasse au moins 1 Cadi & Faverot 2004 (p. ex. verveux) d’Europe, p. ex.) : méthode consistant à fois par jour. poser un filet pour faire barrage aux • Installer et, le cas échéant, fixer le tortues et les forcer à entrer dans une piège de sorte que les animaux puissent nasse (dont elles ne pourront pas en tout temps respirer (une bouteille en ressortir). PET peut être utilisée comme flotteur).

Avantages : méthode la plus efficace pour capturer ces espèces de tortues ; les individus capturés restent calmes jusqu’à leur ramassage.

Immobilisation RE-05 Boîte/aquarium Confiner l’animal capturé dans une petite • Fermer la boîte avec soin. La contrôler Gent & Gibson 1998 boîte, par exemple un petit aquarium en toutes les deux heures. Ne pas plastique, afin qu’il puisse être facile- l’exposer à des températures élevées. ment observé (p. ex. par les participants à une excursion) et transporté.

RE-06 Tube Pour les serpents venimeux ou agressifs : • Méthode à n’utiliser que brièvement. Ferner 2007 introduire une grande partie du serpent Cette alternative à la méthode de la dans un tube transparent (PVC/PET) fourchette est plus sûre pour l’intervedont le diamètre est légèrement nant et moins stressante pour l’animal. supérieur à celui de l’animal. Cette • La seule difficulté consiste à faire méthode permet d’avoir accès à l’arrière entrer le serpent dans le tube. du corps sans risque de morsure. La transparence du tube permet de surveiller la position de la tête. Le tube peut être ouvert ou fermé à l’autre extrémité.

RE-07 Méthode de la Pour les serpents venimeux : • Pour les serpents venimeux unique- Moser 1988 fourchette immobiliser la tête du serpent à l’aide ment. d’une fourchette (fourchette sans pointes • Immobiliser la tête du serpent au niveau centrales ou pique à viande) dont la du cou, en enfonçant la fourchette dans partie la plus large a été préalablement le sol. garnie de caoutchouc mousse. • Ne pas enfoncer la fourchette trop profondément : le serpent doit pouvoir respirer. La forme en V de leur tête ne permet pas aux vipères de s’échapper.

• Méthode à n’utiliser que brièvement (quelques minutes) pour immobiliser le serpent pendant la prise de ses mensurations ou le prélèvement d’échantillons.

• Pour une contention plus longue, utiliser la méthode RE-08 (sac en toile).

RE-08 Sac en toile Confiner l’animal capturé dans un sac en • Nouer le sac avec soin, après s’être Gent & Gibson 1998; toile, dans l’attente d’une éventuelle assuré que le reptile est positionné tout Hachtel et al. 2009b manipulation. au fond. • Contrôler le sac toutes les deux heures.

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N° Méthode Descriptif Exigences/précautions Bibliographie Marquage RE-09 Identification Capturer un reptile puis l’immobiliser (le • Le « marquage » photographique est la Gent & Gibson 1998 ; photographique plus souvent avec la main) pour pouvoir méthode imposant le moins de Hachtel et al. 2009b ; le photographier. contrainte aux animaux. Immobiliser Henle et al. 1997 l’animal avec délicatesse et d’une façon adaptée à son espèce. Cette méthode suppose de capturer l’animal, de le détenir temporairement, puis de le relâcher. Écourter autant que possible toutes les étapes de l’opération.

RE-10 Puce Pour les tortues : la puce électronique • La puce doit être implantée par un Cadi & Faverot 2004 ; électronique est implantée par une petite entaille faite vétérinaire compétent. Henle et al. 1997 ; sur l’animal (le plus souvent sur une • Se servir de canules à usage unique. Mader & Divers 2013 patte). Méthode un peu plus coûteuse • Une suture chirurgicale garantit une qu’une coupe d’écailles, mais la marque bonne cicatrisation. est plus facile à lire et les erreurs • Le poids minimal de l’animal pour une d’identification sont moins nombreuses. telle intervention est d’une centaine de grammes. RE-11 Puce Pour les serpents de plus de 35 cm : • Convient uniquement pour les serpents Gent & Gibson 1998 ; électronique implanter en sous-cutané à environ mesurant plus de 35 cm de longueur. Dodd 2010 ; Henle et 5-7 cm de du cloaque (partie la plus • karch a fixé cette limite en se fondant al. 1997 ; Mader & étroite du corps) une puce électronique sur la taille des puces et sur la mobilité Divers 2013 de type DataMars T-SL (10,9 × 1,6 mm). des animaux.

• L’intervention nécessite d’immobiliser l’animal, mais ne dure normalement qu’une minute.

• La petite incision n’a pas besoin d’être suturée ; elle cicatrise très vite.

• Se servir de canules à usage unique.

• La pose d’une puce réduit au minimum le dérangement causé lors des recaptures (lecture rapide) et permet un marquage à vie.

• Placer la puce suffisamment loin du point d’incision (> 15 mm) pour l’empêcher de ressortir par frottement avant la cicatrisation complète.

RE-12 Entaillage des Pour les tortues : à l’aide d’une petite • Les entailles doivent être suffisamment Ferner 2007 ; écailles scie, entailler une ou deux écailles profondes pour ne pas s’effacer avec le Cadi & Faverot 2004 ; bordant la carapace afin de créer un temps, mais pas trop pour ne pas Henle et al. 1997 code d’identification unique. blesser l’animal. • Une entaille trop profonde peut provoquer une nécrose de la carapace.

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N° Méthode Descriptif Exigences/précautions Bibliographie RE-13 Émetteur Pour les serpents : • Le poids de l’émetteur ne doit pas Moser 1988 intragastrique introduire dans l’estomac du serpent, par dépasser 5 % du poids du serpent. un geste de palpation, un émetteur VHF • L’ingestion de l’émetteur étant une de taille et de forme adaptées à l’individu source de stress pour l’animal, la (p. ex. émetteur type ATStrack R1170) manipulation ne doit pas durer plus de 2 minutes environ.

• Si l’émetteur gêne l’animal, il peut le régurgiter à tout moment.

• Choisir la forme et la taille de l’émetteur de sorte qu’il reste dans l’estomac et ne passe pas dans les intestins. L’émetteur est généralement injecté à l’aide d’une canule adaptée afin de réduire le risque de morsure ; enduit de vaseline ou d’un autre lubrifiant, il est ensuite poussé délicatement vers l’estomac par un geste de palpation.

RE-14 Émetteur Pour les tortues : • Le poids de l’émetteur ne doit pas Boarman et al. 1998 coller un émetteur VHF sur la carapace dépasser 10 % du poids de la tortue. de la tortue avec de la colle neutre (p. ex. • L’émetteur ne doit pas gêner les Araldit®). mouvements de la tortue. Il peut être collé juste derrière sa tête ou sur l’arrière de la carapace, là où elle est moins haute. • Il se décolle sans intervention extérieure après deux ou trois ans.

RE-15 Émetteur Pour les serpents : placer un émetteur • Le poids de l’émetteur ne doit pas Bryant et al 2010 ; intrapéritonéal actif (p. ex. ATStrack R1170) un peu dépasser 5 % du poids du serpent. Mullin & Seigel 2009 ; après l’estomac, par voie intrapérito- • Cette méthode est utile dans les cas où Pearson & Shine 2002 néale. L’antenne se prolonge en l’émetteur risque d’être régurgité. sous-cutané. • Si la méthode n’a pas encore été expérimentée sur l’espèce cible, une étude pilote doit être réalisée en amont (des problèmes sont apparus lors d’essais sur des espèces étouffant leurs proies, p. ex. la couleuvre d’Esculape).

• L’émetteur doit être implanté par un vétérinaire. Il s’agit d’une intervention chirurgicale sous anesthésie générale.

• L’émetteur doit être fixé sur deux côtés pour empêcher une éventuelle expulsion (cf. Pearson & Shine 2002).

RE-16 Coloration Pour un projet de courte durée, il est • Le marquage disparaît naturellement. Gent & Gibson 1998 possible de marquer un reptile en appliquant sur son dos un colorant inoffensif (p. ex. du vernis à ongles).

Prélèvement d’échantillons RE-17 Échantillon Pour les serpents : • La tortue n’est pas gênée par la coupe Ferner 2007 d’écailles couper une ou deux écailles ventrales ou de ses écailles. On observe assez sous-caudales sans toucher la peau de souvent des individus avec une ou l’animal. Les écailles repousseront à plusieurs écailles ventrales ou chaque mue et seront entièrement sous-caudales abîmées naturellement. reconstituées au bout d’un an environ. La coupe dure 20 à 30 secondes.

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N° Méthode Descriptif Exigences/précautions Bibliographie RE-18 Échantillon de Le frottis buccal permet de prélever du • Chez la plupart des espèces, l’ouver- Beebee 2007 salive matériel génétique chez toutes les ture de la bouche est un mécanisme de espèces de reptiles. Une fois la bouche défense, ce qui a l’avantage de limiter de l’animal ouverte (la plupart des le stress de l’animal pendant le frottis. reptiles le font naturellement), passer un Le frottis dure environ 15 secondes. écouvillon dans la bouche ou sous la langue (tortue).

RE-19 Échantillon de Pour les serpents : • Ne pas dépasser la quantité maximale Joger & Lenk 1997 sang une piqûre au niveau de la queue permet recommandée (cf. SOP). de prélever une petite quantité de sang. • Utiliser du matériel de prélèvement à Planter l’aiguille (de type seringue à usage unique (canules, etc.). insuline) sur la face ventrale de la queue • Une fois l’animal immobilisé, le et l’enfoncer en direction de la colonne prélèvement dure normalement une à vertébrale. deux minutes.

Poissons (Pisces)

N° Méthode Descriptif Exigences/précautions Bibliographie Capture PI-01 Filets Ces filets sont utilisés pour capturer des • Ne laisser les filets dans l’eau que Côté & Perrow 2012 (verticaux, poissons mobiles dans des lacs ou des brièvement afin de garder vivants les trainés, cours d’eau. Conçus pour pêcher des poissons pris au piège. horizontaux) poissons destinés à être vendus, ils sont • Adapter la taille des mailles à l’espèce mal adaptés à la capture d’individus cible. vivants suivie d’une remise à l’eau. • L’eau dans laquelle les poissons sont détenus provisoirement avant leur marquage doit être suffisamment oxygénée et pas trop chaude ; éviter tout autre facteur de stress.

PI-02 Nasses Des nasses sont mises à l’eau pendant • Limiter le temps de présence dans la Côté & Perrow 2012 quelques heures ou le temps d’une nuit. nasse à quelques heures. Récupérer les Les poissons qui franchissent l’entrée en nasses avec précaution, en particulier forme d’entonnoir sont pris au piège et si elles se trouvent en profondeur. ne peuvent plus ressortir. Les nasses • Vider la nasse en fonction de la densité peuvent être équipées de deux ailes de de poissons capturés. part et d’autre de l’entrée, destinées à • Utiliser des nasses dépourvues de rabattre les poissons vers le piège. bords tranchants (risque de blessure pour les poissons). • L’eau dans laquelle les poissons sont détenus provisoirement avant leur marquage doit être suffisamment oxygénée et pas trop chaude ; éviter tout autre facteur de stress.

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N° Méthode Descriptif Exigences/précautions Bibliographie PI-03 Filet de Placer un filet de récupération (en forme • Utiliser un filet suffisamment grand Schmalz 2010 récupération de poche) en travers d’un cours d’eau pour causer le moins de dommages afin d’effectuer des contrôles sur toute possibles. sa largeur. Typiquement, ce genre de filet • Il existe un risque de blessure pour les est utilisé à la sortie des aspirateurs des poissons peu vigoureux. turbines ou à l’aval des by-pass d’un • Vider le filet à intervalles rapprochés, barrage pour contrôler la dévalaison des surtout si le débit est élevé. poissons. Les filets de récupération sont • L’eau dans laquelle les poissons sont sensibles à la taille des poissons et détenus provisoirement avant leur capturent difficilement les petits marquage doit être suffisamment spécimens. oxygénée et pas trop chaude ; éviter tout autre facteur de stress.

PI-04 Capture au Le champ électrique qui se forme entre • L’ondulation résiduelle des appareils Meng & Peter 2010 ; moyen d’appa- l’anode et la cathode de l’appareil électriques à courant continu doit être Reynolds & Kolz 2012 ; reils électriques électrique à courant continu attire les inférieure à 10 % (utiliser uniquement Snyder 2003 poissons qui nagent à proximité de des appareils agréés). l’anode (réaction galvanotactique). Il est • Veiller à ce que les poissons restent très alors facile de les attraper avec une peu de temps à proximité de l’anode. épuisette. • Ne pas employer cette méthode si les conditions sont inadéquates (turbidité, débit élevé, etc.).

• Le non-respect des mesures de précaution constitue un risque de blessure pour les poissons (lésions vasculaires, hématomes).

• L’eau dans laquelle les poissons sont détenus provisoirement avant leur marquage doit être suffisamment oxygénée et pas trop chaude ; éviter tout autre facteur de stress.

PI-05 Bassin de Le bassin de comptage sert à évaluer • Limiter le temps de présence dans le Peter et al. 2016 comptage l’efficacité d’un ouvrage de montaison. bassin à quelques heures (au maximum Les poissons sont confinés dans le une journée). Les poissons doivent être bassin d’où ils ne peuvent plus s’enfuir. sortis du bassin avec ménagement (il ne faut pas les laisser frétiller sur un sol drainé). Le fond du bassin doit être dépourvu de bords tranchants.

Immobilisation PI-06 Narcose à la Anesthésier les poissons par immersion • Pour prévenir l’apparition de problèmes Summerfelt & Smith tricaïne dans un bain à la tricaïne (méthanesulfo- physiologiques, il est recommandé de 1990 ; Adam et al. nate de tricaïne, méthacaïne, MS222) ; tamponner la tricaïne au bicarbonate de 2013 solution de tricaïne : 0,7-1,0 g de tricaïne sodium (2 g de bicarbonate par gramme dans 10 litres d’eau (pH 5 environ). de tricaïne). • Laisser les poissons dans cette solution Méthode indiquée pour marquer les jusqu’à la perte totale d’équilibre et de poissons rapidement et de manière réaction réflexe. fiable. • Une immersion trop longue est fatale.

PI-07 Narcose à l’huile Anesthésier les poissons par immersion • Laisser les poissons dans cette solution Javahery et al. 2012 ; de clou de dans un bain contenant une solution jusqu’à la perte totale d’équilibre et de Keene et al. 1998 girofle d’huile de clou de girofle (eugénol). réaction réflexe. Commencer par mélanger 1,2 ml d’huile • L’huile de clou de girofle vendue en de clou de girofle dans de l’éthanol (à pharmacie n’est pas pure ; le produit 95 %) selon un rapport 1:10-1:20, puis contient 80 à 95 % de substance active. diluer le mélange dans 30 litres d’eau. • Une concentration trop élevée et une immersion trop longue sont fatales.

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N° Méthode Descriptif Exigences/précautions Bibliographie PI-08 Bourriche, Permet de détenir momentanément des • S’assurer que le piège ou le panier panier perforé poissons dans une étendue d’eau. perforé soit suffisamment oxygéné, protégé contre le soleil et placé suffisamment loin du cathode durant l’utilisation de l’appareil de pêche électrique.

Marquage PI-09 Coloration À l’aide d’une aiguille ou d’un injecteur • Le bleu alcian (8 GX/GS) doit être Bolland et al. 2010 ; sans aiguille, appliquer un colorant sur appliqué de manière à pénétrer dans le Adam et al. 2013 les nageoires, à la base des nageoires ou tissu. Mais l’application ne doit causer sur le corps. Sont fréquemment utilisés aucune perforation. le bleu alcian (qui reste visible plusieurs • Les marques VIE doivent être injectées mois, voire plusieurs années), les dans du tissu transparent (p. ex. en marques VIE et des colorants fluores- arrière de l’œil ou entre les rayons d’une cents. nageoire). L’application en sous-cutané en arrière de l’œil nécessite de bien anesthésier le poisson (immobilisation).

PI-10 Identification Photographier le côté d’un poisson, ou • Le poisson peut être sorti de l’eau Werner et al. 2014 photographique les deux, afin de pouvoir l’identifier brièvement et délicatement (sans individuellement grâce aux points immobilisation) ou mis en position dessinés sur son corps (en particulier latérale sur une surface plane et chez les salmonidés). humide (avec immobilisation) pour une photographie du corps entier.

PI-11 Implants visibles Avec une seringue, implanter en direction • Uniquement pour les poissons mesurant Adam et al. 2013 ; de la queue une marque en polyester plus de 15 cm. Peter 2013 portant un code alphanumérique dans le • La marque doit être implantée par une tissu transparent juste derrière l’œil. personne expérimentée (risque de Taille de la marque : 2,7 × 1,2 mm ou blessure). 5 × 2 mm. Plusieurs coloris disponibles. • Le poisson doit être préalablement anesthésié (absence de réaction réflexe). • La marque se conserve et reste visible pendant plusieurs mois.

PI-12 Puce Implanter une marque PIT (passive • Uniquement pour les poissons mesurant Ostrand et al. 2012 ; électronique integrated transponder) dans la cavité plus de 6 cm. Richard et al. 2013 corporelle à l’aide d’un applicateur ou via • Le poisson doit être préalablement une petite incision faite au scalpel. anesthésié (absence de réaction Plusieurs tailles disponibles (8 mm, réflexe). 12 mm, 23 mm, 32 mm). Les marques PIT • Pour les marques à partir de 23 mm, nécessitent un lecteur spécial. mieux vaut pratiquer une incision au scalpel d’environ 3 mm. Cicatrisation rapide sans suture.

PI-13 Émetteur Un émetteur radio ou acoustique est soit • Le poids de l’émetteur ne doit pas Jepsen et al. 2002 ; fixé au corps du poisson, soit implanté dépasser 2 % du poids du poisson. Peter 2013 dans sa cavité corporelle par voie • Il est recommandé de placer l’émetteur gastrique ou chirurgicale. L’antenne de dans la cavité corporelle du poisson l’émetteur radio se trouve nécessaire- afin que celui-ci ne soit pas gêné, ni ment à l’extérieur du corps. Les pour nager, ni pour se nourrir. émetteurs acoustiques n’ont pas • La réussite de l’opération suppose que le d’antenne. Les données de localisation poisson soit préalablement anesthésié. du poisson sont transportées dans l’air • Le poisson doit être suffisamment sur de longues distances (radiotélémé- oxygéné pendant toute l’opération de trie). Sous l’eau, les émetteurs acous- marquage. tiques sont détectés à l’aide d’un hydrophone. Selon la durée de vie souhaitée, le poids de l’émetteur peut varier entre 0,5 g et 20 g.

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N° Méthode Descriptif Exigences/précautions Bibliographie PI-14 Marquage Immerger brièvement des œufs ou des • Cette méthode fonctionne surtout avec Eckmann 2003 ; chimique larves dans un colorant tel que l’alizarine le corégone, le saumon et la truite. Unfer & Pinter 2013 (rouge). Le colorant sera ensuite détectable dans les otolithes des poissons.

PI-15 Ablation de Des nageoires sont coupées en partie ou • Couper de préférence des nageoires Stuart 1958 ; nageoires en totalité. Toutes les nageoires se pectorales, ou, chez les salmonidés, la Peter 2013) régénèrent rapidement, sauf la nageoire nageoire adipeuse. Celle-ci pourrait adipeuse des salmonidés. Utiliser des toutefois jouer un rôle dans le comporciseaux bien affûtés. tement d’accouplement des mâles.

• Ne jamais couper la nageoire caudale ou anale.

• La coloration (au bleu alcian) est une bonne alternative à l’ablation des nageoires.

PI-16 Coded Un fil en métal inoxydable magnétisé • La marque doit être implantée par une Vander Haegen et al. wire tag (1,1 × 0,25 mm ou 0,5 × 0,25 mm) est personne expérimentée. 2012 implanté dans la région nasale du • Ne pas introduire le fil trop neurocrâne du poisson à l’aide d’une profondément. machine spéciale et d’une aiguille. Un • Le poisson doit être préalablement code est gravé sur ce fil. Pour identifier anesthésié (absence de réaction le poisson, le fil métallique doit être réflexe). extrait par voie chirurgicale (ce qui implique de travailler sur un poisson mort).

Prélèvement d’échantillons PI-17 Échantillon de Un échantillon de tissu est prélevé puis • Utiliser des ciseaux bien affûtés pour Junker et al. 2012 tissu conservé dans de l’éthanol (à 100 %) en prélever un petit échantillon de tissu vue d’une analyse ADN. La méthode (nageoire adipeuse, nageoire ventrale). consiste généralement à couper un • L’intervention doit être aussi brève que morceau de tissu au niveau d’une possible. nageoire. • Le poisson doit être préalablement anesthésié (absence de réaction réflexe). PI-18 Échantillon de Un échantillon de sang est prélevé dans • Uniquement pour les poissons mesurant Noga 2000 ; sang la veine caudale d’un poisson anesthésié plus de 9 cm ; prélever au maximum Rowley 1990 à l’aide d’une seringue et d’une canule 0,25 à 0,5 % du poids de l’animal (position ventrale ou latérale). (convertir les millilitres de sang en grammes).

PI-19 Échantillon Pour les salmonidés : prélèvement d’un Ombredane & Richard d’écaille échantillon d’écaille à l’aide d’une 1990 pincette au-dessus de la ligne latérale, entre l’avant de la nageoire dorsale et la nageoire adipeuse.

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Décapodes (Decapoda)

N° Méthode Descriptif Exigences/précautions Bibliographie Capture DE-01 Nasse Un appât est posé au fond d’un panier • Contrôler les nasses tous les deux jours Policar & Kozák 2005 dont l’entrée en forme d’entonnoir au moins. empêche les animaux pris au piège de • Transférer délicatement les animaux ressortir. Il existe plusieurs modèles de dans un sceau de sorte que leurs nasses. extrémités prises dans la nasse ne soient pas arrachées. • Remettre délicatement les animaux à l’eau. DE-02 Capture à la Les décapodes actifs sont attrapés avec • Adapter la manipulation à la taille de Holdich et al. 2006 main la main pendant leurs déplacements l’individu. nocturnes et déposés dans un seau • Déposer délicatement les animaux dans contenant de l’eau. Possibilité de choisir un seau ou les remettre à l’eau. les individus en fonction de leur taille et • Dans la mesure du possible, prospecter de leur sexe (capture sélective). les eaux depuis la berge afin de ne pas piétiner le lit du cours d’eau.

DE-03 Balance à Placer un appât au centre d’un cerceau • Transférer délicatement les écrevisses PIRSA 2015 écrevisses entouré d’un filet à relever. Dès qu’une dans un sceau de sorte que leurs écrevisse se trouve à l’intérieur du extrémités prises dans le filet ne soient cerceau, tirer sur le filet pour le relever pas arrachées. et le sortir de l’eau. • Remettre délicatement les animaux à l’eau.

Immobilisation DE-04 Réfrigération Les animaux sont refroidis à une • Ne pas déposer les animaux directe- Jussila et al. 2013 température de 4 °C. ment sur de la glace, mais sur de la laine de bois ou sur une couverture déposées sur de la glace.

DE-05 Narcose à l’huile Anesthésier les décapodes par immer- • Prolonger l’immersion jusqu’à ce que Lewbart & Mosley de clou de sion dans de l’eau traitée avec de l’huile les animaux se retournent ou ne 2012 girofle de clou de girofle. Commencer par manifestent plus aucune réaction. mélanger de l’huile de clou de girofle à • Une concentration trop élevée et une 100 mg/l (eugénol) dans de l’éthanol (à immersion trop longue sont fatales. 95 %) selon un rapport 1:9, puis diluer le mélange dans de l’eau.

L’huile de clou de girofle vendue en pharmacie contient environ 1 g d’eugénol par ml, mais elle est rarement pure.

DE-06 Étourdissement Les décapodes sont étourdis à l’électri- • Suivre les consignes d’utilisation de Neil 2010 ; électrique cité au moyen d’un appareil spécifique l’appareil électrique. Neil & Thompson 2012 tel que le CrustaStun (Studham Technologies Ltd., UK) ou Stansas (SeaSide, Norvège).

DE-07 Bourriche, Permet de détenir momentanément ou • Contrôler les bourriches ou les paniers panier perforé d’élever des décapodes dans une perforés au minimum une fois par jour. étendue d’eau. Les décapodes doivent disposer d’une surface au moins équivalente à la taille de leur corps. Le nombre et la grandeur des trous doivent permettre une circulation suffisante de l’eau.

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N° Méthode Descriptif Exigences/précautions Bibliographie Marquage DE-08 Marqueur à Marquage à l’aide d’un marqueur à • Directement dans l’eau : DYKEM® Ramalho et al. 2010 peinture peinture sans solvant. Texpen Marker.

• Hors de l’eau : DYKEM® Brite Marker.

• L’intervention doit être aussi brève que possible.

DE-09 Marquage Une marque PIT est fixée sur la • Utiliser le modèle 12 × 2,12 mm (0,1 g) Hirsch et al. 2016 électronique carapace. pour les carapaces mesurant 2,5 à 4 cm externe de long et le modèle 23 × 3,65 mm (0,6 g) pour les carapaces de plus de 4 cm. Essuyer la carapace avec un chiffon ou un papier absorbant, puis fixer la marque avec de la colle époxy bi-composants sans solvant. Ne pas gêner le champ de vision de l’animal. Maintenir l’animal dans un environnement humide pendant le séchage de la colle, puis le remettre immédiatement à l’eau.

DE-10 Marquage Une marque PIT est introduite à • Uniquement pour les carapaces à partir Bubb et al. 2002a électronique l’intérieur de la carapace. Contrairement de 25 mm de longueur ; taille maximale interne au marquage externe, le marquage de la marque : 12 × 2,12 mm (0,1 g). interne est conservé après la mue. Anesthésier préalablement l’animal avec de l’huile de clou de girofle. Au niveau de la 5e péréiopode (dernière patte locomotrice), par une incision d’env. 3 mm de largeur et de profondeur, introduire la marque à l’aide d’une aiguille à injection (diamètre max. 2,5 mm) et la positionner au-dessous de la glande digestive et au-dessus de la musculature segmentaire. Attendre le réveil de l’animal avant la remise à l’eau. • Les canules doivent être à usage unique.

DE-11 Émetteur Un émetteur radio est fixé sur la • Le poids de l’émetteur ne doit pas Bubb et al. 2002b carapace ou sur une pince de l’animal. dépasser 5 % du poids de l’espèce. Tout écart doit être justifié. • Essuyer la carapace avec un chiffon ou un papier absorbant, puis fixer la marque avec de la colle époxy bi-composants sans solvant. Ne pas gêner le champ de vision et l’espace de mouvement de l’animal. Maintenir l’animal dans un environnement humide pendant le séchage de la colle, puis le remettre immédiatement à l’eau.

Prélèvement d’échantillons DE-12 Ablation d’un Arracher un pléopode (patte natatoire) à • Avec la main, immobiliser fermement Vorburger et al. 2014 pléopode l’aide d’une pincette stérile. l’animal en position dorsale. • L’intervention doit être aussi brève que possible.

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8.2 Services compétents en matière Législation sur la pêche

d’information et d’autorisation Service de déclaration pour le marquage des poissons Office fédéral de l’environnement (OFEV) Législation sur la protection des animaux Division Espèces, écosystèmes, paysages Office fédéral de la sécurité alimentaire et des affaires Section Milieux aquatiques vétérinaires (OSAV) 3003 Berne Protection des animaux, expérimentation animale 058 462 93 89

3003 Liebefeld-Berne aoel@bafu.admin.ch

058 463 00 85 58 info@blv.admin.ch Services délivrant des autorisations pour la pêche Administrations cantonales de la pêche Services délivrant des autorisations pour les expérimen- Contact : Conférence pour forêt, faune et paysage tations animales www.kwl-cfp.ch/fr/cfp/buts-et-organisation Offices vétérinaires cantonaux Contact : Service vétérinaire suisse Législation sur la protection de la nature et du www.blv.admin.ch/blv/fr/home/das-blv/organisation/ paysage veterinaerdienst-schweiz.html Office fédéral de l’environnement (OFEV) Division Espèces, écosystèmes, paysages Législation sur la chasse Section Espèces et milieux naturels Service délivrant des autorisations pour les espèces 3003 Berne protégées de mammifères et d’oiseaux 058 462 93 89 Service délivrant des autorisations pour le recours à des aoel@bafu.admin.ch moyens et engins prohibés Office fédéral de l’environnement (OFEV) Services délivrant des autorisations pour la Division Espèces, écosystèmes, paysages capture et le marquage d’animaux protégés en vertu de Section Faune sauvage et biodiversité en forêt la LPN (batraciens, reptiles, insectivores, rongeurs,

3003 Berne chauves-souris, etc.)

058 462 93 89 Services cantonaux de la protection de la nature et du aoel@bafu.admin.ch paysage Contact : Conférence des délégués à la protection de la Services délivrant des autorisations pour les espèces de nature et du paysage (CDNP) mammifères et d’oiseaux pouvant être chassées www.kbnl.ch Services cantonaux de la faune sauvage et de la chasse, inspections de la chasse Centre de coordination pour le marquage des reptiles et Contact : Conférence pour forêt, faune et paysage des amphibiens www.kwl-cfp.ch/fr/cfp/buts-et-organisation info fauna – Centre suisse de coordination pour la protection des amphibiens et reptiles de Suisse (karch) Centre de coordination pour le baguage des oiseaux Bellevaux 51 Station ornithologique suisse 2000 Neuchâtel Centrale de baguage 032 718 36 00 Seerose 1 CH-6204 Sempach 041 462 97 00 ring@vogelwarte.ch

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